Functional Consequences of Variable Tandem Repeats within the Yeast Cyc8 Transcriptional Regulator

Steven Boeynaems
Ons genoom op de vuilnisbeltElk levend wezen heeft zijn eigen blauwdruk, het genoom. Hierin staat alle nodige informatie om een cel te maken, namelijk de genen. Deze beschrijven hoe proteïnen gemaakt worden welke vervolgens hun functie in de cel vervullen. Echter tussen al deze vitale info zit veel non-sense. Maar liefst 80% van ons genoom bestaat uit DNA waarvan we niet weten wat het doet. We noemen het rommel- of junk DNA. Maar waarom is het er? Evolutie dicteert dat eigenschappen verdwijnen als ze niet bijdragen aan de overleving van het organisme.

Functional Consequences of Variable Tandem Repeats within the Yeast Cyc8 Transcriptional Regulator

Ons genoom op de vuilnisbelt

Elk levend wezen heeft zijn eigen blauwdruk, het genoom. Hierin staat alle nodige informatie om een cel te maken, namelijk de genen. Deze beschrijven hoe proteïnen gemaakt worden welke vervolgens hun functie in de cel vervullen. Echter tussen al deze vitale info zit veel non-sense. Maar liefst 80% van ons genoom bestaat uit DNA waarvan we niet weten wat het doet. We noemen het rommel- of junk DNA. Maar waarom is het er? Evolutie dicteert dat eigenschappen verdwijnen als ze niet bijdragen aan de overleving van het organisme. Kijk naar ons staartbeentje: een gedegradeerde staart die voor mensapen niet meer nuttig was. Dus dat wij mensen en alle andere organismen rondzeulen met zo’n enorme hoeveelheden nutteloos DNA, lijkt onwaarschijnlijk. Is dit raadselachtig DNA daadwerkelijk rommel? Recent onderzoek probeert deze vraag op te lossen.

Vinyl

De term junk DNA ontstond in de sixties en net als de oude vinylplaten van ma en pa lag het een lange tijd stof te vangen. Wel waren er verschillende soorten junk bekend, onder andere de tandem repeats (TR). Dit zijn kop-staart herhalingen van eenzelfde stukje DNA. Het enige wat we wisten was dat deze herhalingen snel muteren, door langer of korter te worden bij het kopiëren. Tot 1993. Na jaren van onderzoek waren wetenschappers er eindelijk in geslaagd de oorzaak van een mysterieuze ziekte te ontrafelen. Huntington syndroom is een neurodegeneratieve aandoening, lees als: je hersenen kwijnen weg en dit wordt na jaren van aftakeling je dood. Een prettig vooruitzicht is het niet en daarom werd wanhopig gezocht naar de oorzaak ervan. De onderzoekers toonden aan dat de verantwoordelijke een verlengde TR was in een bepaald gen. Wacht eens even? Een stukje rommel zonder functie wordt langer en ineens ben je ziek? Meer zelfs, dit was geen alleenstaand geval. Momenteel staat de teller reeds op meer dan 20 TR-ziekten.

Het beeld van TRs veranderde drastisch. Wat eerst aanzien werd als neutrale stukken DNA veroorzaakte nu ziektes. ‘Rommel’ of ‘ziekmakend’ werden de twee termen onlosmakelijk verbonden met TRs. Hoewel, sommige onderzoekers waren niet tevreden met deze verklaring. Alles wat niet nuttig blijkt, gaat uiteindelijk verloren doorheen de evolutie, geen overbodige bagage in de natuur. Was er toch iets meer aan de hand?

Troebel bier

Studenten en bier, een onafscheidelijk duo. Soms leidt dit echter tot meer dan een kater of gênante momenten the morning after. Zo vaarde dit ook voor een Leuvense student, Kevin Verstrepen. Hij deed onderzoek op een bierlabo -de droom van elke student- en bestudeerde de gisten waarmee we het goddelijke gerstenat brouwen. Pils is doorschijnend en witbier troebel, maar waarom? Na het brouwproces zakken pilsgisten naar de bodem van het brouwvat omdat ze aan elkaar kleven. Witbiergisten doen dit niet en het bier blijft troebel. Verstrepen bestudeerde de proteïnen die de gisten aan elkaar lieten kleven. De genen voor deze kleefproteïnen bevatten TRs. Geen nieuwe vondst, maar wat Verstrepen vervolgens ondernam was iets totaal nieuw.

Ondertussen in Amerika kwam hij op het idee de lengte van deze TRs kunstmatig aan te passen. Kinderspel dankzij de moderne biotechnologie. Zijn giststammen waren genetisch identiek, op de lengte van de TR in het kleefgen na. Gisten met een lange TR zakten naar de bodem omdat ze sterk kleefden (zoals pilsgisten) terwijl gisten met een kort stukje TR bleven rondzweven in hun cultuur (zoals witbiergisten). Hiermee was deze studie een van de eerste experimenten die aantoonden dat TRs wel degelijk een biologische rol kunnen hebben: Gisten die rondzweven groeien sneller dan plakkende, maar de klevers zijn beter beschermd tegen toxische stoffen en andere stress-situaties.

Ok, TRs hebben misschien wel een functie… in gist. Relevant? Meer dan je zou denken! Gistcellen hebben verrassend veel gelijkenissen met menselijke cellen. De algemene werking van de cellen is gelijkaardig en gist deelt veel van dezelfde genen met ons. Tegenwoordig dient gist zelfs als een model voor kanker- en Alzheimeronderzoek. Prof Verstrepen kwam uiteindelijk terug naar Leuven. Ondergetekende zocht nog een plaatsje om zijn masterthesis te schrijven en zo begon een nieuw verhaal.

Vuilnisbelt

Gist heeft ongeveer 5000 genen en dit is nog maar een fractie van het aantal dat wij hebben. Een cel is iets heel complex en op het juiste moment alle vereiste proteïnen maken, is een hele karwei. Deze taak wordt uitgevoerd door de regulatieproteïnen. Opmerkelijk worden TRs vooral in deze genen gevonden en het zijn net deze regulatoren die het in de menselijke TR-ziekten laten afweten. We kunnen er ziek van worden, maar hebben ze ook een functie? Terug naar ons gistmodel.

We vonden een gist regulatiegen met maar liefst drie TRs. Net als Verstrepen maakte ik nu mijn eigen mutante gistbaby’s met verschillende TR-lengtes. Het onderzochte gen regelt voornamelijk stress-responsen, oftewel welke proteïnen de cel moet maken om zich te beschermen in nare situaties. Hieronder vallen ook de kleefproteïnen. Toen we onze gisten lieten opgroeien zagen we iets opmerkelijk: Variaties in de TRs zorgde ervoor dat de gistcellen kleefden of net niet. De lengte van de TRs bepaalde hoe snel gist zijn stressrespons aanschakelde en dit leidde tot meer of minder productie van kleef- en andere stressproteïnen. Hiermee toonden we aan dat variatie in regulator-TRs de expressie van vele ondergeschikte genen kan beïnvloeden.

Deze resultaten geven ons een dieper inzicht in de effecten die TRs kunnen hebben op organismen, gaande van gist tot mensen. Ook geeft het een hint naar de complexiteit van TR-ziekten, daar we merken dat niet één maar verschillende normaal strikt gecontroleerde processen in de cel plots fout lopen. Bovenal toont deze studie echter aan dat onstabiele TRs evolutie kunnen versnellen. Immers, natuurlijke selectie kiest individuen met mutaties die ze beter laten presteren in een bepaalde omgeving. TRs zijn elementen die een enorme hoeveelheid aan deze variatie genereren en dit heel snel. Dit laat organismen toe zich snel aan te passen aan een veranderende omgeving, zoals de bacteriën die ons immuunsysteem proberen te snel af te zijn. Beetje bij beetje herontdekken we de vergeten 80%, maar er blijft nog veel werk over om de hele vuilnisbelt te recycleren.

Bibliografie

1.         Hartl, D.L., Molecular melodies in high and low C. Nature Reviews Genetics, 2000. 1(2): p. 145-149.

2.         van Belkum, A., et al., Short-sequence DNA repeats in prokaryotic genomes. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 1998. 62(2): p. 275-+.

3.         Orgel, L.E. and F.H.C. Crick, Selfish DNA - the Ultimate Parasite. Nature, 1980. 284(5757): p. 604-607.

4.         Ohno, S., So Much Junk DNA in Our Genome. Brookhaven Symposia in Biology, 1972(23): p. 366-&.

5.         Kit, S., Equilibrium Sedimentation in Density Gradients of DNA Preparations from Animal Tissues. Journal of Molecular Biology, 1961. 3(6): p. 711-&.

6.         Thierry, A., et al., Megasatellites: a peculiar class of giant minisatellites in genes involved in cell adhesion and pathogenicity in Candida glabrata. Nucleic Acids Research, 2008. 36(18): p. 5970-5982.

7.         Weber, J.L. and C. Wong, Mutation of Human Short Tandem Repeats. Human Molecular Genetics, 1993. 2(8): p. 1123-1128.

8.         Verstrepen, K.J., et al., Intragenic tandem repeats generate functional variability. Nature Genetics, 2005. 37(9): p. 986-990.

9.         Legendre, M., et al., Sequence-based estimation of minisatellite and microsatellite repeat variability. Genome Research, 2007. 17(12): p. 1787-1796.

10.       Brinkmann, B., et al., Mutation rate in human microsatellites: Influence of the structure and length of the tandem repeat. American Journal of Human Genetics, 1998. 62(6): p. 1408-1415.

11.       Buard, J., et al., Influences of array size and homogeneity on minisatellite mutation. Embo Journal, 1998. 17(12): p. 3495-3502.

12.       Gemayel, R., et al., Variable Tandem Repeats Accelerate Evolution of Coding and Regulatory Sequences. Annual Review of Genetics, Vol 44, 2010. 44: p. 445-477.

13.       Paques, F., W.Y. Leung, and J.E. Haber, Expansions and contractions in a tandem repeat induced by double-strand break repair. Molecular and Cellular Biology, 1998. 18(4): p. 2045-2054.

14.       McMurray, C.T., Mechanisms of trinucleotide repeat instability during human development. Nature Reviews Genetics, 2010. 11(11): p. 786-799.

15.       Richard, G.F. and F. Paques, Mini- and microsatellite expansions: the recombination connection. Embo Reports, 2000. 1(2): p. 122-126.

16.       Mittelman, D., et al., Hsp90 modulates CAG repeat instability in human cells. Cell Stress & Chaperones, 2010. 15(5): p. 753-759.

17.       Schmidt, A.L. and V. Mitter, Microsatellite mutation directed by an external stimulus. Mutation Research-Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis, 2004. 568(2): p. 233-243.

18.       Wierdl, M., et al., Destabilization of simple repetitive DNA sequences by transcription in yeast. Genetics, 1996. 143(2): p. 713-721.

19.       La Spada, A.R., et al., Androgen receptor gene mutations in X-linked spinal and bulbar muscular atrophy. Nature, 1991. 352(6330): p. 77-9.

20.       Verkerk, A.J., et al., Identification of a gene (FMR-1) containing a CGG repeat coincident with a breakpoint cluster region exhibiting length variation in fragile X syndrome. Cell, 1991. 65(5): p. 905-14.

21.       A novel gene containing a trinucleotide repeat that is expanded and unstable on Huntington's disease chromosomes. The Huntington's Disease Collaborative Research Group. Cell, 1993. 72(6): p. 971-83.

22.       Orr, H.T. and H.Y. Zoghbi, Trinucleotide repeat disorders. Annu Rev Neurosci, 2007. 30: p. 575-621.

23.       Weiser, J.N., J.M. Love, and E.R. Moxon, The molecular mechanism of phase variation of H. influenzae lipopolysaccharide. Cell, 1989. 59(4): p. 657-65.

24.       Srikhanta, Y.N., et al., Phasevarions mediate random switching of gene expression in pathogenic Neisseria. PLoS Pathog, 2009. 5(4): p. e1000400.

25.       De Bolle, X., et al., The length of a tetranucleotide repeat tract in Haemophilus influenzae determines the phase variation rate of a gene with homology to type III DNA methyltransferases. Molecular Microbiology, 2000. 35(1): p. 211-22.

26.       Stern, A., et al., Opacity genes in Neisseria gonorrhoeae: control of phase and antigenic variation. Cell, 1986. 47(1): p. 61-71.

27.       Hoyer, L.L., The ALS gene family of Candida albicans. Trends in Microbiology, 2001. 9(4): p. 176-80.

28.       Young, M.W. and S.A. Kay, Time zones: a comparative genetics of circadian clocks. Nature Reviews Genetics, 2001. 2(9): p. 702-15.

29.       Froehlich, A.C., et al., White Collar-1, a circadian blue light photoreceptor, binding to the frequency promoter. Science, 2002. 297(5582): p. 815-9.

30.       Lee, K., J.C. Dunlap, and J.J. Loros, Roles for WHITE COLLAR-1 in circadian and general photoperception in Neurospora crassa. Genetics, 2003. 163(1): p. 103-14.

31.       Michael, T.P., et al., Simple sequence repeats provide a substrate for phenotypic variation in the Neurospora crassa circadian clock. PLoS One, 2007. 2(8): p. e795.

32.       Sawyer, L.A., et al., Natural variation in a Drosophila clock gene and temperature compensation. Science, 1997. 278(5346): p. 2117-20.

33.       Carroll, S.B., Endless forms: the evolution of gene regulation and morphological diversity. Cell, 2000. 101(6): p. 577-80.

34.       Fondon, J.W., 3rd and H.R. Garner, Molecular origins of rapid and continuous morphological evolution. Proc Natl Acad Sci U S A, 2004. 101(52): p. 18058-63.

35.       Stein, G.S., et al., Runx2 control of organization, assembly and activity of the regulatory machinery for skeletal gene expression. Oncogene, 2004. 23(24): p. 4315-29.

36.       Lee, B., et al., Missense mutations abolishing DNA binding of the osteoblast-specific transcription factor OSF2/CBFA1 in cleidocranial dysplasia. Nature Genetics, 1997. 16(3): p. 307-10.

37.       Sears, K.E., et al., The correlated evolution of Runx2 tandem repeats, transcriptional activity, and facial length in carnivora. Evol Dev, 2007. 9(6): p. 555-65.

38.       Vinces, M.D., et al., Unstable tandem repeats in promoters confer transcriptional evolvability. Science, 2009. 324(5931): p. 1213-6.

39.       Smith, R.L. and A.D. Johnson, Turning genes off by Ssn6-Tup1: a conserved system of transcriptional repression in eukaryotes. Trends in Biochemical Sciences, 2000. 25(7): p. 325-30.

40.       DeRisi, J.L., V.R. Iyer, and P.O. Brown, Exploring the metabolic and genetic control of gene expression on a genomic scale. Science, 1997. 278(5338): p. 680-6.

41.       Green, S.R. and A.D. Johnson, Promoter-dependent roles for the Srb10 cyclin-dependent kinase and the Hda1 deacetylase in Tup1-mediated repression in Saccharomyces cerevisiae. Molecular Biology of the Cell, 2004. 15(9): p. 4191-202.

42.       Keleher, C.A., et al., Ssn6-Tup1 is a general repressor of transcription in yeast. Cell, 1992. 68(4): p. 709-19.

43.       Varanasi, U.S., et al., The Cyc8 (Ssn6)-Tup1 corepressor complex is composed of one Cyc8 and four Tup1 subunits. Molecular and Cellular Biology, 1996. 16(12): p. 6707-14.

44.       Williams, F.E., U. Varanasi, and R.J. Trumbly, The CYC8 and TUP1 proteins involved in glucose repression in Saccharomyces cerevisiae are associated in a protein complex. Molecular and Cellular Biology, 1991. 11(6): p. 3307-16.

45.       Tzamarias, D. and K. Struhl, Functional dissection of the yeast Cyc8-Tup1 transcriptional co-repressor complex. Nature, 1994. 369(6483): p. 758-61.

46.       Agger, K., et al., UTX and JMJD3 are histone H3K27 demethylases involved in HOX gene regulation and development. Nature, 2007. 449(7163): p. 731-4.

47.       Hwang, C.S., et al., Ssn6, an important factor of morphological conversion and virulence in Candida albicans. Molecular Microbiology, 2003. 47(4): p. 1029-43.

48.       Schultz, J., L. Marshall-Carlson, and M. Carlson, The N-terminal TPR region is the functional domain of SSN6, a nuclear phosphoprotein of Saccharomyces cerevisiae. Molecular and Cellular Biology, 1990. 10(9): p. 4744-56.

49.       Smith, R.L., M.J. Redd, and A.D. Johnson, The tetratricopeptide repeats of Ssn6 interact with the homeo domain of alpha 2. Genes Dev, 1995. 9(23): p. 2903-10.

50.       Tzamarias, D. and K. Struhl, Distinct TPR motifs of Cyc8 are involved in recruiting the Cyc8-Tup1 corepressor complex to differentially regulated promoters. Genes Dev, 1995. 9(7): p. 821-31.

51.       Patel, B.K., J. Gavin-Smyth, and S.W. Liebman, The yeast global transcriptional co-repressor protein Cyc8 can propagate as a prion. Nat Cell Biol, 2009. 11(3): p. 344-9.

52.       Palaiomylitou, M., et al., Investigating the structural stability of the Tup1-interaction domain of Ssn6: evidence for a conformational change on the complex. Proteins, 2007. 70(1): p. 72-82.

53.       Wong, K.H. and K. Struhl, The Cyc8-Tup1 complex inhibits transcription primarily by masking the activation domain of the recruiting protein. Genes Dev, 2011. 25(23): p. 2525-39.

54.       Chen, G. and A.J. Courey, Groucho/TLE family proteins and transcriptional repression. Gene, 2000. 249(1-2): p. 1-16.

55.       van der Voorn, L. and H.L. Ploegh, The WD-40 repeat. FEBS Lett, 1992. 307(2): p. 131-4.

56.       Smith, T.F., et al., The WD repeat: a common architecture for diverse functions. Trends in Biochemical Sciences, 1999. 24(5): p. 181-5.

57.       Zhang, Z., et al., Mutations of the WD repeats that compromise Tup1 repression function maintain structural integrity of the WD domain trypsin-resistant core. Arch Biochem Biophys, 2002. 406(1): p. 47-54.

58.       Zhang, Z., U. Varanasi, and R.J. Trumbly, Functional dissection of the global repressor Tup1 in yeast: dominant role of the C-terminal repression domain. Genetics, 2002. 161(3): p. 957-69.

59.       Edmondson, D.G., M.M. Smith, and S.Y. Roth, Repression domain of the yeast global repressor Tup1 interacts directly with histones H3 and H4. Genes Dev, 1996. 10(10): p. 1247-59.

60.       Conlan, R.S., et al., The Tup1-Cyc8 protein complex can shift from a transcriptional co-repressor to a transcriptional co-activator. Journal of Biological Chemistry, 1999. 274(1): p. 205-10.

61.       Malave, T.M. and S.Y. Dent, Transcriptional repression by Tup1-Ssn6. Biochemistry and Cell Biology-Biochimie Et Biologie Cellulaire, 2006. 84(4): p. 437-43.

62.       Davie, J.K., R.J. Trumbly, and S.Y. Dent, Histone-dependent association of Tup1-Ssn6 with repressed genes in vivo. Molecular and Cellular Biology, 2002. 22(3): p. 693-703.

63.       Watson, A.D., et al., Ssn6-Tup1 interacts with class I histone deacetylases required for repression. Genes Dev, 2000. 14(21): p. 2737-44.

64.       Wu, J., et al., TUP1 utilizes histone H3/H2B-specific HDA1 deacetylase to repress gene activity in yeast. Mol Cell, 2001. 7(1): p. 117-26.

65.       Li, B. and J.C. Reese, Ssn6-Tup1 regulates RNR3 by positioning nucleosomes and affecting the chromatin structure at the upstream repression sequence. Journal of Biological Chemistry, 2001. 276(36): p. 33788-97.

66.       Fleming, A.B. and S. Pennings, Antagonistic remodelling by Swi-Snf and Tup1-Ssn6 of an extensive chromatin region forms the background for FLO1 gene regulation. Embo Journal, 2001. 20(18): p. 5219-31.

67.       Kastaniotis, A.J., et al., Roles of transcription factor Mot3 and chromatin in repression of the hypoxic gene ANB1 in yeast. Molecular and Cellular Biology, 2000. 20(19): p. 7088-98.

68.       Patterton, H.G. and R.T. Simpson, Nucleosomal location of the STE6 TATA box and Mat alpha 2p-mediated repression. Molecular and Cellular Biology, 1994. 14(6): p. 4002-10.

69.       Saito, S., et al., The role of nucleosome positioning in repression by the yeast alpha 2/Mcm1p repressor. Nucleic Acids Res Suppl, 2002(2): p. 93-4.

70.       Shimizu, M., et al., Nucleosomes are positioned with base pair precision adjacent to the alpha 2 operator in Saccharomyces cerevisiae. Embo Journal, 1991. 10(10): p. 3033-41.

71.       Redd, M.J., M.R. Stark, and A.D. Johnson, Accessibility of alpha 2-repressed promoters to the activator Gal4. Molecular and Cellular Biology, 1996. 16(6): p. 2865-9.

72.       Lee, M., S. Chatterjee, and K. Struhl, Genetic analysis of the role of Pol II holoenzyme components in repression by the Cyc8-Tup1 corepressor in yeast. Genetics, 2000. 155(4): p. 1535-42.

73.       Zhang, Z. and J.C. Reese, Redundant mechanisms are used by Ssn6-Tup1 in repressing chromosomal gene transcription in Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry, 2004. 279(38): p. 39240-50.

74.       Haruki, H., J. Nishikawa, and U.K. Laemmli, The anchor-away technique: rapid, conditional establishment of yeast mutant phenotypes. Mol Cell, 2008. 31(6): p. 925-32.

75.       Fragiadakis, G.S., D. Tzamarias, and D. Alexandraki, Nhp6 facilitates Aft1 binding and Ssn6 recruitment, both essential for FRE2 transcriptional activation. Embo Journal, 2004. 23(2): p. 333-42.

76.       Mennella, T.A., L.G. Klinkenberg, and R.S. Zitomer, Recruitment of Tup1-Ssn6 by yeast hypoxic genes and chromatin-independent exclusion of TATA binding protein. Eukaryotic Cell, 2003. 2(6): p. 1288-303.

77.       Proft, M. and K. Struhl, Hog1 kinase converts the Sko1-Cyc8-Tup1 repressor complex into an activator that recruits SAGA and SWI/SNF in response to osmotic stress. Mol Cell, 2002. 9(6): p. 1307-17.

78.       Zhang, Z. and J.C. Reese, Molecular genetic analysis of the yeast repressor Rfx1/Crt1 reveals a novel two-step regulatory mechanism. Molecular and Cellular Biology, 2005. 25(17): p. 7399-411.

79.       Schuller, H.J., Transcriptional control of nonfermentative metabolism in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Curr Genet, 2003. 43(3): p. 139-60.

80.       Treitel, M.A. and M. Carlson, Repression by SSN6-TUP1 is directed by MIG1, a repressor/activator protein. Proc Natl Acad Sci U S A, 1995. 92(8): p. 3132-6.

81.       Santangelo, G.M., Glucose signaling in Saccharomyces cerevisiae. Microbiol Mol Biol Rev, 2006. 70(1): p. 253-82.

82.       Lutfiyya, L.L., et al., Characterization of three related glucose repressors and genes they regulate in Saccharomyces cerevisiae. Genetics, 1998. 150(4): p. 1377-91.

83.       Greatrix, B.W. and H.J. van Vuuren, Expression of the HXT13, HXT15 and HXT17 genes in Saccharomyces cerevisiae and stabilization of the HXT1 gene transcript by sugar-induced osmotic stress. Curr Genet, 2006. 49(4): p. 205-17.

84.       Huang, M., Z. Zhou, and S.J. Elledge, The DNA replication and damage checkpoint pathways induce transcription by inhibition of the Crt1 repressor. Cell, 1998. 94(5): p. 595-605.

85.       Zaim, J., E. Speina, and A.M. Kierzek, Identification of new genes regulated by the Crt1 transcription factor, an effector of the DNA damage checkpoint pathway in Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry, 2005. 280(1): p. 28-37.

86.       Kumar, D., et al., Highly mutagenic and severely imbalanced dNTP pools can escape detection by the S-phase checkpoint. Nucleic Acids Research, 2010. 38(12): p. 3975-83.

87.       Rep, M., et al., The Saccharomyces cerevisiae Sko1p transcription factor mediates HOG pathway-dependent osmotic regulation of a set of genes encoding enzymes implicated in protection from oxidative damage. Molecular Microbiology, 2001. 40(5): p. 1067-83.

88.       Chen, C.N., et al., Associating protein activities with their genes: rapid identification of a gene encoding a methylglyoxal reductase in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Yeast, 2003. 20(6): p. 545-54.

89.       Conlan, R.S. and D. Tzamarias, Sfl1 functions via the co-repressor Ssn6-Tup1 and the cAMP-dependent protein kinase Tpk2. Journal of Molecular Biology, 2001. 309(5): p. 1007-1015.

90.       Pan, X.W. and J. Heitman, Protein kinase A operates a molecular switch that governs yeast pseudohyphal differentiation. Molecular and Cellular Biology, 2002. 22(12): p. 3981-3993.

91.       Rupp, S., et al., MAP kinase and cAMP filamentation signaling pathways converge on the unusually large promoter of the yeast FLO11 gene. Embo Journal, 1999. 18(5): p. 1257-1269.

92.       Palkova, Z. and L. Vachova, Life within a community: benefit to yeast long-term survival. Fems Microbiology Reviews, 2006. 30(5): p. 806-824.

93.       Vopalenska, I., et al., Role of distinct dimorphic transitions in territory colonizing and formation of yeast colony architecture. Environmental Microbiology, 2010. 12(1): p. 264-277.

94.       Gagiano, M., F.F. Bauer, and I.S. Pretorius, The sensing of nutritional status and the relationship to filamentous growth in Saccharomyces cerevisiae. Fems Yeast Research, 2002. 2(4): p. 433-470.

95.       Verstrepen, K.J., et al., Yeast flocculation: what brewers should know. Applied Microbiology and Biotechnology, 2003. 61(3): p. 197-205.

96.       Verstrepen, K.J. and F.M. Klis, Flocculation, adhesion and biofilm formation in yeasts. Molecular Microbiology, 2006. 60(1): p. 5-15.

97.       Bruckner, S. and H.U. Mosch, Choosing the right lifestyle: adhesion and development in Saccharomyces cerevisiae. FEMS Microbiol Rev, 2012. 36(1): p. 25-58.

98.       Dranginis, A.M., et al., A biochemical guide to yeast adhesins: Glycoproteins for social and antisocial occasions. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2007. 71(2): p. 282-+.

99.       Guo, B., et al., A Saccharomyces gene family involved in invasive growth, cell-cell adhesion, and mating. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2000. 97(22): p. 12158-12163.

100.     Van Mulders, S.E., et al., Phenotypic diversity of Flo protein family-mediated adhesion in Saccharomyces cerevisiae. Fems Yeast Research, 2009. 9(2): p. 178-190.

101.     Verstrepen, K.J., T.B. Reynolds, and G.R. Fink, Origins of variation in the fungal cell surface. Nature Reviews Microbiology, 2004. 2(7): p. 533-540.

102.     Douglas, L.M., et al., Expression and characterization of the flocculin Flo11/Muc1, a Saccharomyces cerevisiae mannoprotein with homotypic properties of adhesion. Eukaryotic Cell, 2007. 6(12): p. 2214-2221.

103.     Masy, C.L., A. Henquinet, and M.M. Mestdagh, Flocculation of Saccharomyces-Cerevisiae - Inhibition by Sugars. Canadian Journal of Microbiology, 1992. 38(12): p. 1298-1306.

104.     Miki, B.L., et al., Possible mechanism for flocculation interactions governed by gene FLO1 in Saccharomyces cerevisiae. Journal of Bacteriology, 1982. 150(2): p. 878-89.

105.     Lo, W.S. and A.M. Dranginis, The cell surface flocculin Flo11 is required for pseudohyphae formation and invasion by Saccharomyces cerevisiae. Molecular Biology of the Cell, 1998. 9(1): p. 161-171.

106.     Reynolds, T.B. and G.R. Fink, Bakers' yeast, a model for fungal biofilm formation. Science, 2001. 291(5505): p. 878-881.

107.     Monds, R.D. and G.A. O'Toole, The developmental model of microbial biofilms: ten years of a paradigm up for review. Trends in Microbiology, 2009. 17(2): p. 73-87.

108.     Recht, J., et al., Genetic analysis of sliding motility in Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology, 2000. 182(15): p. 4348-4351.

109.     Gancedo, J.M., The early steps of glucose signalling in yeast. Fems Microbiology Reviews, 2008. 32(4): p. 673-704.

110.     Tamaki, H., Glucose-stimulated cAMP-protein kinase A pathway in yeast Saccharomyces cerevisiae. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2007. 104(4): p. 245-250.

111.     Robertson, L.S., et al., The yeast A kinases differentially regulate iron uptake and respiratory function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2000. 97(11): p. 5984-5988.

112.     Lee, J.H., K. Maskos, and R. Huber, Structural and Functional Studies of the Yeast Class II Hda1 Histone Deacetylase Complex. Journal of Molecular Biology, 2009. 391(4): p. 744-757.

113.     Bumgarner, S.L., et al., Toggle involving cis-interfering noncoding RNAs controls variegated gene expression in yeast. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2009. 106(43): p. 18321-18326.

114.     Garcia-Sanchez, S., et al., Global roles of Ssn6 in Tup1- and Nrg1-dependent gene regulation in the fungal pathogen, Candida albicans. Molecular Biology of the Cell, 2005. 16(6): p. 2913-2925.

115.     Trapnell, C., et al., Differential gene and transcript expression analysis of RNA-seq experiments with TopHat and Cufflinks. Nat Protoc, 2012. 7(3): p. 562-78.

116.     Liti, G., et al., Population genomics of domestic and wild yeasts. Nature, 2009. 458(7236): p. 337-41.

117.     Dowell, R.D., et al., Genotype to phenotype: a complex problem. Science, 2010. 328(5977): p. 469.

118.     Wang, Z., M. Gerstein, and M. Snyder, RNA-Seq: a revolutionary tool for transcriptomics. Nature Reviews Genetics, 2009. 10(1): p. 57-63.

119.     Namy, O., et al., Identification of stop codon readthrough genes in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Research, 2003. 31(9): p. 2289-96.

120.     Cohen, B.D., et al., Induction and repression of DAN1 and the family of anaerobic mannoprotein genes in Saccharomyces cerevisiae occurs through a complex array of regulatory sites. Nucleic Acids Research, 2001. 29(3): p. 799-808.

121.     Lorenz, M.C. and J. Heitman, Regulators of pseudohyphal differentiation in Saccharomyces cerevisiae identified through multicopy suppressor analysis in ammonium permease mutant strains. Genetics, 1998. 150(4): p. 1443-57.

122.     Kobayashi, N., et al., Structure and functional analysis of the multistress response gene DDR2 from Saccharomyces cerevisiae. Biochem Biophys Res Commun, 1996. 229(2): p. 540-7.

123.     Sunnarborg, S.W., et al., Expression of the yeast glycogen phosphorylase gene is regulated by stress-response elements and by the HOG MAP kinase pathway. Yeast, 2001. 18(16): p. 1505-14.

124.     Rodriguez, A., et al., The hexokinase 2 protein regulates the expression of the GLK1, HXK1 and HXK2 genes of Saccharomyces cerevisiae. Biochem J, 2001. 355(Pt 3): p. 625-31.

125.     Teste, M.A., J.M. Francois, and J.L. Parrou, Characterization of a new multigene family encoding isomaltases in the yeast Saccharomyces cerevisiae, the IMA family. Journal of Biological Chemistry, 2010. 285(35): p. 26815-24.

126.     Hartig, A., et al., Differentially regulated malate synthase genes participate in carbon and nitrogen metabolism of S. cerevisiae. Nucleic Acids Research, 1992. 20(21): p. 5677-86.

127.     Whan, V., et al., Bovine proteins containing poly-glutamine repeats are often polymorphic and enriched for components of transcriptional regulatory complexes. BMC Genomics, 2010. 11: p. 654.

128.     Sambrook, J. and D.W. Russell, Identification of associated proteins by coimmunoprecipitation. CSH Protoc, 2006. 2006(1).

129.     Park, P.J., ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology. Nature Reviews Genetics, 2009. 10(10): p. 669-80.

130.     Chan, E.T. and J.M. Cherry, Considerations for creating and annotating the budding yeast Genome Map at SGD: a progress report. Database (Oxford), 2012. 2012: p. bar057.

131.     Guglielmi, B., et al., A high resolution protein interaction map of the yeast Mediator complex. Nucleic Acids Research, 2004. 32(18): p. 5379-91.

132.     Mizuno, T. and S. Harashima, Gal11 is a general activator of basal transcription, whose activity is regulated by the general repressor Sin4 in yeast. Mol Genet Genomics, 2003. 269(1): p. 68-77.

133.     Xu, Z. and K. Tsurugi, Role of Gts1p in regulation of energy-metabolism oscillation in continuous cultures of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Yeast, 2007. 24(3): p. 161-70.

134.     Yaguchi, S., et al., The pleiotropic effect of the GTS1 gene product on heat tolerance, sporulation and the life span of Saccharomyces cerevisiae. Biochem Biophys Res Commun, 1996. 218(1): p. 234-7.

135.     Duncan, I.W., Transvection effects in Drosophila. Annual Review of Genetics, Vol 44, 2002. 36: p. 521-56.

136.     Tweedie, S., et al., FlyBase: enhancing Drosophila Gene Ontology annotations. Nucleic Acids Research, 2009. 37(Database issue): p. D555-9.

137.     Chen, E.H. and E.N. Olson, Towards a molecular pathway for myoblast fusion in Drosophila. Trends Cell Biol, 2004. 14(8): p. 452-60.

138.     Pascual, M., et al., The Muscleblind family of proteins: an emerging class of regulators of developmentally programmed alternative splicing. Differentiation, 2006. 74(2-3): p. 65-80.

139.     Eppig, J.T., et al., The Mouse Genome Database (MGD): comprehensive resource for genetics and genomics of the laboratory mouse. Nucleic Acids Research, 2012. 40(Database issue): p. D881-6.

140.     Dimmer, E.C., et al., The UniProt-GO Annotation database in 2011. Nucleic Acids Research, 2012. 40(Database issue): p. D565-70.

141.     Opdenakker, G., P.E. Van den Steen, and J. Van Damme, Gelatinase B: a tuner and amplifier of immune functions. Trends Immunol, 2001. 22(10): p. 571-9.

142.     Goldstrohm, A.C., et al., The transcription elongation factor CA150 interacts with RNA polymerase II and the pre-mRNA splicing factor SF1. Molecular and Cellular Biology, 2001. 21(22): p. 7617-28.

143.     Holbert, S., et al., The Gln-Ala repeat transcriptional activator CA150 interacts with huntingtin: neuropathologic and genetic evidence for a role in Huntington's disease pathogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A, 2001. 98(4): p. 1811-6.

Universiteit of Hogeschool
MSc in de Bio-ingenieurswetenschappen: cel- en gentechnologie
Publicatiejaar
2012
Kernwoorden
Share this on: