Het potentieel van morfologische en fysiologische informatie voor het classificeren van chemische stoffen in het zebravisembryo
Vissen naar een nieuw proefkonijn: het zebravisembryo
Wereldwijd worden er duizenden chemische stoffen geproduceerd. Pesticiden, geneesmiddelen, plastics, parfums en nog veel andere chemicaliën komen in de omgeving terecht en kunnen ernstige gevolgen hebben voor het milieu en de menselijke gezondheid. Daarom is het belangrijk om de gevaren van deze chemische stoffen goed te kunnen inschatten. Met de huidige testmethoden zullen 2,6 miljoen proefdieren het leven moeten geven, willen we voldoende informatie verzamelen over de effecten van de vandaag gekende chemicaliën. Daarom zoeken wetenschappers alternatieven om de bestaande dierproeven te vervangen. Het zebravisembryo komt hier steeds meer voor in aanmerking.
Aangeboren afwijkingen zoals het Downsyndroom, een open ruggetje (Spina bifida), een waterhoofd (hydrocefalus) of dwerggroei doen bij veel mensen waarschijnlijk een belletje rinkelen. Wist u ook dat zowaar 3% van alle baby’s geboren worden met dergelijke ernstige afwijkingen? In 5 à 10% van deze gevallen worden de aangeboren aandoeningen veroorzaakt door zogenaamde teratogene stoffen. Dit zijn chemicaliën die de normale ontwikkeling van het embryo en/of de foetus verstoren. Het is dan ook van groot belang om teratogene gevaren te identificeren om op die manier blootstelling aan zulke stoffen zoveel mogelijk te vermijden, vooral bij vruchtbare vrouwen.
Vroege levensstadia zijn bijzonder gevoelig aan de nadelige effecten van chemische stoffen. Net deze stadia zijn helaas het moeilijkst te onderzoeken. De meeste zoogdieren, waaronder de mens, ontwikkelen een bevrucht embryo binnenin de baarmoeder. De baarmoeder vormt hierbij een beschermende barrière zodat het moeilijk wordt om het embryo grondig te kunnen onderzoeken zonder de ontwikkeling te verstoren. Bijgevolg ontbreekt de nodige informatie over de toxiciteit van veel chemicaliën die nodig is om de gevaren van deze stoffen in te schatten. Om deze reden werd de Europese REACH-wetgeving ingevoerd. REACH staat voor de Registratie, Evaluatie en Autorisatie van Chemische stoffen. Door middel van deze wetgeving wordt getracht de omgeving en de menselijke gezondheid te beschermen. Volgens de REACH-wetgeving moet er zoveel mogelijk informatie verzameld worden over de toxiciteit van alle chemicaliën die geproduceerd worden in meer dan 1 ton per jaar. Met man en macht tracht men deze doelstelling te bereiken. Momenteel wordt hiervoor gebruik gemaakt van dure en tijdrovende testmethoden. Hierdoor zou het testen van alle chemische stoffen tientallen jaren in beslag nemen met een kostenplaatje van ongeveer 1,5 miljard euro. Om voldoende informatie te verkrijgen moeten bovendien ongeveer 2,6 miljoen proefdieren, zoals muizen, konijnen en ratten, het leven laten. De industrie is daarom dringend op zoek naar alternatieve methoden om informatie te verzamelen over de gevaren van chemicaliën. Vooral onder ethische, politieke en sociale druk worden zoveel mogelijk inspanningen geleverd om testen met proefdieren te vervangen. Het Europese Centrum voor de Validatie van Alternatieve Methoden (ECVAM) heeft criteria opgesteld voor een bruikbare, alternatieve test. Deze criteria omvatten onder andere een eenvoudig verloop van de test, een minimaal gebruik van proefdieren, een aanvaardbare kostprijs en de mogelijkheid om de verkregen informatie in relatie te brengen tot de mens.
De embryo’s en niet-voedende larven van de zebravis (Danio rerio) bieden een goedkope en efficiënte oplossing. De zebravis wordt in toenemende mate erkend als een veelbelovend alternatief testorganisme voor onder andere knaagdieren. Momenteel wordt deze al gebruikt in studies naar embryonale ontwikkeling, genetische studies en screening van geneesmiddelen. De zebravis is een tropische zoetwatervis van ongeveer drie centimeter lang, oorspronkelijk afkomstig van de rivieren van India en Zuid-Azië. De verschillende stadia in de ontwikkeling van de zebravis werden reeds duidelijk beschreven in de literatuur. Op 24 uren na de bevruchting kan een kloppend hartje waargenomen worden. De embryo’s verlaten hun transparante eischaal, de chorion genaamd, op 2 à 3 dagen na de bevruchting en op 5 dagen zijn de belangrijkste organen gevormd. Deze vissen hebben met andere woorden een zeer snelle ontwikkeling. De organen van de zebravissen zijn verrassend genoeg erg gelijkaardig aan deze van zoogdieren en de mens, zoals het zenuwstelsel, het excretiestelsel (met o.a. de nieren) en het spijsverteringsstelsel (met o.a. de lever en pancreas).
De vele voordelen van deze soort verklaart de opkomst van de zebravis als modelorganisme voor experimentele studies. Het belangrijkste voordeel van het gebruik van zebravisembryo’s is dat het geen proefdieren zijn volgens de Europese wetgeving. Een embryo is immers een ontwikkelingsstadium dat volgens deze richtlijnen niet beschermd wordt. Dit geldt totdat de vis zichzelf kan voeden (5 dagen na de bevruchting).
Een tweede voordeel is dat zebravissen zich zeer snel kunnen voortplanten met een grote productie van eitjes. Een vrouwtje kan het hele jaar door tot vierhonderd eitjes leggen per week, terwijl muizen er drie weken over doen om slechts 10 kleintjes te baren. Een derde voordeel is een beperkt en goedkoop onderhoud. Vergeleken met 90 cent per dag voor vijf muizen in een kooi, kost het maar 6,5 cent voor een tank van ongeveer een dozijn vissen. Tot slot vindt de ontwikkeling van de embryo’s buiten het lichaam van de moeder plaats en zijn de eitjes transparant. Hierdoor kunnen onderzoekers de visjes letterlijk zien groeien en ontwikkelen. De zebravisembryo’s lenen zich bijgevolg bijzonder goed tot het bestuderen van ontwikkelingsafwijkingen. Tijdens mijn recent onderzoek gebruikte ik deze zebraviseitjes als testorganisme. Uit mijn studie bleek dat een identificatie van teratogene stoffen mogelijk wordt door het observeren van deze zogenaamde morfologische afwijkingen. Een humane blootstelling aan deze chemische stoffen kan vervolgens vermeden worden.
Het zebravisembryo is dus een bijzonder goed alternatief testorganisme om informatie te verkrijgen over de nadelige effecten van chemische stoffen. Door deze soort in de toekomst meer te gebruiken in experimenten, verkrijgen we een drastische daling van het gebruik van proefdieren. De zebravis wordt een modelorganisme voor zoogdiertoxiciteit genoemd. In mijn onderzoek stelde ik immers een groot aantal gelijkenissen vast met zebravisembryo’s en verscheidene zoogdieren, maar ook met de mens. De informatie die we kunnen vergaren aan de hand van zebravisembryo’s is van immens belang. De onderzoeksresultaten kunnen gebruikt worden om de gevaren van chemische stoffen voor de mens voldoende te leren inschatten, zodat het aantal aangeboren afwijkingen kan dalen.
Bibliografie
Bibliografie
Abbott, W. S. (1925). A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of Economic Entomology 18, 265–267.
Adams, J. (1993). Structure-activity and dose-response relationships in the neural and behavioral teratogenesis of retinoids. Neurotoxicology and Teratology 15, 193–202.
Ali, S., van Mil, H. G. J. and Richardson, M. K. (2011). Large-scale assessment of the zebrafish embryo as a possible predictive model in toxicity testing. PloS one 6, e21076.
Banh, S. and Hales, B. F. (2013). Hydroxyurea exposure triggers tissue-specific activation of p38 mitogen-activated protein kinase signaling and the DNA damage response in organogenesis-stage mouse embryos. Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology 133, 298–308.
Beauvais, S. L., Jones, S. B., Parris, J. T., Brewer, S. K. and Little, E. E. (2001). Cholinergic and behavioral neurotoxicity of carbaryl and cadmium to larval rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Ecotoxicology and Environmental Safety 49, 84–90.
Brannen, K. C., Panzica-Kelly, J. M., Danberry, T. L. and Augustine-Rauch, K. A. (2010). Development of a zebrafish embryo teratogenicity assay and quantitative prediction model. Birth defects research. Part B, Developmental and Reproductive Toxicology 89, 66–77.
Braunbeck, T., Boettcher, M., Hollert, H., Kosmehl, T., Lammer, E., Leist, E., Rudolf, M. and Seitz, N. (2005). Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: the fish embryo toxicity test goes multi-species -- an update. Altex 22, 87–102.
Briggs, J. P. (2002). The zebrafish: a new model organism for integrative physiology. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology 282, R3–9.
Busquet, F., Nagel, R., von Landenberg, F., Mueller, S. O., Huebler, N. and Broschard, T. H. (2008). Development of a new screening assay to identify proteratogenic substances using zebrafish danio rerio embryo combined with an exogenous mammalian metabolic activation system (mDarT). Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology 104, 177–88.
Chan, K. L., Palmai-Pallag, T., Ying, S. and Hickson, I. D. (2009). Replication stress induces sister-chromatid bridging at fragile site loci in mitosis. Natural Cell Biology 11, 753-760.
Chen, W. Y., John, J. A. C., Lin, C. H. and Chang, C. Y. (2007). Expression pattern of metallothionein, MTF-1 nuclear translocation, and its DNA-binding activity in zebrafish (Danio rerio) induced by zinc and cadmium. Environmental Toxicology and Chemistry / SETAC 26, 110–7.
Chen, Y. H., Huang, Y. H., Wen, C. C., Wang, Y. H., Chen, W. L., Chen, L. C. and Tsay, H. J. (2008). Movement disorder and neuromuscular change in zebrafish embryos after exposure to caffeine. Neurotoxicology and Teratology 30, 440–7.
Cheng, S. H., Wai, A. W. K., So, C. H. and Wu, R. S. S. (2000). Cellular and molecular basis of cadmium-induced deformities in zebrafish embryos. Environmental Toxicology and Chemistry 19, 3024–3031.
Cheng, J., Flahaut, E. and Cheng, S. H. (2007). Effect of carbon nanotubes on developing zebrafish (Danio rerio) embryos. Environmental Toxicology and Chemistry 26, 708–716.
Church, M. W. and Tilak, J. P. (1996). Differential effects of prenatal cocaine and retinoic acid on activity level throughout day and night. Pharmacology, Biochemistry and Behavior 55, 595–605.
Cocchetto, D. M., Miller, D. B., Miller, L. L. and Bjornsson, T. D. (1985). Behavioral perturbations in the vitamin K-deficient rat. Physiology and Behavior 34, 727–34.
Colwill, R. M. and Creton, R. (2012). Imaging escape and avoidance behavior in zebrafish larvae. Reviews Neuroscience 22, 63–73.
Cop, N. (2013). Ontwikkeling van fysiologisch analysemethoden in het zebravisembryo voor gebruik in een classificatiesysteem van teratogene stoffen. 1–55.
Creton, R. (2004). The calcium pump of the endoplasmic reticulum plays a role in midline signaling during early zebrafish development. Brain research. Developmental brain research 151, 33–41.
Daston, G. P. (2011). Laboratory models and their role in assessing teratogenesis. American journal of medical genetics. Part C, Seminars in medical genetics 157, 183–7.
DeSesso, J. M. (1979). Cell death and free radicals: A mechanism for hydroxyurea teratogenesis. Medical Hypotheses 5, 937–951.
Dupé, V., Matt, N., Garnier, J. M., Chambon, P., Mark, M. and Ghyselinck, N. B. (2003). A newborn lethal defect due to inactivation of retinaldehyde dehydrogenase type 3 is prevented by maternal retinoic acid treatment. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 100, 14036–41.
European consensus-platform for alternatives (ECOPA): http://ecopa.vub.ac.be.
Egan, R. J., Bergner, C. L., Hart, P. C., Cachat, J. M., Canavello, P. R., Elegante, M. F., Elkhayat, S. I., Bartels, B. K., Tien, A. K., Tien, D. H., Sopan, M., Beeson, E., Glasgow, E., Amri, H., Zukowska, Z. and Kalueff, A. V. (2009). Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish. Behavioural Brain Research 205, 38–44.
Embry, M. R., Belanger, S. E., Braunbeck, T. a, Galay-Burgos, M., Halder, M., Hinton, D. E., Léonard, M. a, Lillicrap, A., Norberg-King, T. and Whale, G. (2010). The fish embryo toxicity test as an animal alternative method in hazard and risk assessment and scientific research. Aquatic toxicology (Amsterdam, Netherlands) 97, 79–87.
European Commision: http://ec.europa.eu.
European Commission (1986). Directive 86/609/EEG on the protection of animas used for experimental and other scientific purposes.
European Commission (2001). White paper: Strategy for a future Chemicals Policy. COM 88 final : http://eur–lex.europa.eu/LexUriServ/LexUriServ.do?
European Commission (2010). Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Commission L276, 33–79.
European Parlement (2001). Report on the Commission White paper on Strategy for a future Chemicals Policy. Rapporteur Inger Schörling, Session Document final A5-0356/2001-PE304.693.
Europese Centrum voor de Validatie van Alternatieve Methoden (ECVAM): http://ecvam.jrc.cec.eu.int/index.htm
Ferland, G. (2012). Vitamin K and the Nervous System : An Overview. Advancec in Nutrition 3, 204–212.
Finney, J. L., Robertson, G. N., McGee, C. A. S., Smith, F. M. and Croll, R. P. (2006). Structure and autonomic innervation of the swim bladder in the zebrafish (Danio rerio). The Journal of Comparative Neurology 495, 587–606.
Fleischer, M. (2007). Testing costs and testing capacity according to the REACH requirements – results of a survey of independent and corporate GLP laboratories in the EU and Switzerland. Journal of Business Chemistry 4, 96-114.
Flint, O. and Orton, T.C. (1984). An in vitro assay for teratogens with cultures of rat embryo midbrain and limb bud cells. Toxicology and Applied Pharmacology 76, 383-395.
Fraysse, B., Mons, R. and Garric, J. (2006). Development of a zebrafish 4-day embryo-larval bioassay to assess toxicity of chemicals. Ecotoxicology and Environmental Safety 63, 253–67.
Fritz, H. and Hess, R. (1980). Effects of hydroxyurea on postnatal-growth and behavior of rats. Agents and Actions 10, 398-393.
Gao, Z. G. and Jacobson, K. A. (2012). Emerging adenosine receptor agonists. Expert opinion on Emerging Drugs 16, 597–602.
Goldsmith, P. (2004). Zebrafish as a pharmacological tool: the how, why and when. Current opinion in Pharmacology 4, 504–12.
Gustafson, A. L., Stedman, D. B., Ball, J., Hillegass, J. M., Flood, A., Zhang, C. X., Panzica-Kelly, J., Cao, J., Coburn, A., Enright, B. P., Tornesi, M. B., Hetheridge, M. and Augustine-Rauch, K.A. (2012). Inter-laboratory assessment of a harmonized zebrafish developmental toxicology assay - Progress report on phase I. Reproductive Toxicology (Elmsford, N.Y.) 33, 155–64.
Hagenaars, A., Vergauwen, L., De Coen, W. and Knapen, D. (2011). Structure-activity relationship assessment of four perfluorinated chemicals using a prolonged zebrafish early life stage test. Chemosphere 82, 764–72.
Hagenaars, A., Vergauwen, L., Benoot, D., Laukens, K. and Knapen, D. (2013). Mechanistic toxicity study of perfluorooctanoic acid in zebrafish suggests mitochondrial dysfunction to play a key role in PFOA toxicity. Chemosphere 91, 844–56.
Hen Chow, E. S. and Cheng, S. H. (2003). Cadmium affects muscle type development and axon growth in zebrafish embryonic somitogenesis. Toxicological sciences : An official journal of the Society of Toxicology 73, 149–59.
Henn, K. and Braunbeck, T. (2011). Dechorionation as a tool to improve the fish embryo toxicity test (FET) with the zebrafish (Danio rerio). Comparative Biochemistry and Physiology. Toxicology and Pharmacology : CBP 153, 91–8.
Hermsen, S. A. B., van den Brandhof, E. J., van der Ven, L. T. M. and Piersma, A. H. (2011). Relative embryotoxicity of two classes of chemicals in a modified zebrafish embryotoxicity test and comparison with their in vivo potencies. Toxicology in vitro : An international journal published in association with BIBRA 25, 745–53.
Hirsh, J., Dalen, J., Anderson, D. R., Pollerd, L., Busser, H., Ansell, J. and Deykin, D. (2001). Oral anticoagulants: Mechanism of action, clinical effectiveness, and optimal therapeutic range. Chest 119, 8S–21S.
Hochgreb, T., Linhares, V. L., Menezes, D. C., Sampaio, A. C., Yan, C. Y. I., Cardoso, W. V, Rosenthal, N. and Xavier-Neto, J. (2003). A caudorostral wave of RALDH2 conveys anteroposterior information to the cardiac field. Development (Cambridge, England) 130, 5363–74.
Höfer, T., Gerner, I., Gundert-Remy, U., Liebsch, M., Schulte, A., Spielmann, H., Vogel, R. and Wettig, K. (2004). Animal testing and alternative approaches for the human health risk assessment under the proposed new European chemicals regulation. Archives of Toxicology 78, 549–64.
Hsu, T., Huang, K., Tsai, H., Sung, S. and Ho, T. (2013). Cadmium (Cd) -induced oxidative stress down-regulates the gene expression of DNA mismatch recognition proteins MutS homolog 2 (MSH2) and MSH6 in zebrafish (Danio rerio) embryos. Aquatic Toxicology 126, 9–16.
ICH (2000). ICH Harmonised tripartite Guidline: Good Manufacturing Practcice Guide For Active Pharmaceutical Ingredients.
Kiehn, J., Lacerda, A.E., Wible, B. and Brown, A.M. (1996). Molecular physiology and pharmacology of HERG. Single-channel currents and block by dofetilide. Circulation 94, 2572-2579.
Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B. and Schilling, T. F. (1995). Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental dynamics : An official publication of the American Association of Anatomists 203, 253–310.
Kita, K., Miura, N., Yoshida, M., Yamazaki, K., Ohkubo, T., Imai, Y. and Naganuma, A. (2006). Potential effect on cellular response to cadmium of a single-nucleotide A --> G polymorphism in the promoter of the human gene for metallothionein IIA. Human genetics 120, 553–60.
Lange, M., Gebauer, W., Ma, J. and Nagel, R. (1995). Comparison of testing acute toxicity on embryo of zebrafish, Brachydanio rerio and RTG2 cytotoxicity as possible alternatives to the acute fish test. Chemosphere 30, 2087–2102.
Lazarus, M., Shen, H. Y., Cherasse, Y., Qu, W. M., Huang, Z. L., Bass, C. E., Winsky-Sommerer, R., Semva, K., Fredholm, B. B., Boison, D., Hayaishi, O., Urade, Y. and Chen, J. F. (2012). Arousal effect of caffeine depends on adenosine A2a receptors in the shell of the nucleus accumbens. Nature Neuroscience 31, 10067–10075.
Lindsey, B. W., Smith, F. M. and Croll, R. P. (2010). From inflation to flotation : Contribution of the swimbladder to whole-body density and swimming depth during development of the zebrafish (Danio rerio). Zebrafish 7, 85–96.
Maex, M. (2012). Ontwikkeling van een screeningstool voor de dectectie en classificatie van teratogene stoffen op basis van het zebravisembryo. 1–61.
Mark, M., Ghyselinck, N. B. and Chambon, P. (2006). Function of retinoid nuclear receptors: lessons from genetic and pharmacological dissections of the retinoic acid signaling pathway during mouse embryogenesis. Annual Review of Pharmacology and Toxicology 46, 451–80.
Markowitz, M. (2012). Zebrafish cardiac development: The effect of retinoic acid on heart tube morphology and function. A Paper Presented to the Faculty of Mount Holyoke College in Patrial Fulfillment of the Requirements for the Degree of Bachelors of Arts with Honor 1–85.
Matsuoka, R., Uno, H., Tanaka, H., Kerr, C. S., Nakazawa, K. and Nadal-Ginard, B. (1987). Caffeine induces cardiac and other malformations in the rat. American Journal of Medicin, The Supplements 3, 433-443.
Matt, N., Dupé, V., Garnier, J. M., Dennefeld, C., Chambon, P., Mark, M. and Ghyselinck, N. B. (2005). Retinoic acid-dependent eye morphogenesis is orchestrated by neural crest cells. Development (Cambridge, England) 132, 4789–800.
Maximino, C., da Silva, A. W. B., Gouveia, A. and Herculano, A. M. (2011). Pharmacological analysis of zebrafish (Danio rerio) scototaxis. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry 35, 624–31.
McGrath, P. and Li, C. Q. (2008). Zebrafish: a predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today 13, 394–401.
Mic, F. A., Haselbeck, R. J., Cuenca, A. E. and Duester, G. (2002). Novel retinoic acid generating activities in the neural tube and heart identified by conditional rescue of Raldh2 null mutant mice. Development (Cambridge, England) 129, 2271–82.
Mic, F. A., Sirbu, I. O. and Duester, G. (2004). Retinoic acid synthesis controlled by Raldh2 is required early for limb bud initiation and then later as a proximodistal signal during apical ectodermal ridge formation. The Journal of Biological Chemistry 279, 26698–706.
Miller, G. P., Jones, D. R., Sullivan, S. Z., Mazur, A., Owen, S. N., Mitchell, C., Radominska-pandya, A. and Moran, J. H. (2010). Assessing cytochrome P450 and UDP-glucuronosyltransferase contributions to warfarin metbaolism in humans. Chemical Reasearch in Toxicology 22, 1–14.
Miyasaka, K. Y., Kida, Y. S., Banjo, T., Ueki, Y., Nagayama, K., Matsumoto, T., Sato, M. and Ogura, T. (2010). Heartbeat regulates cardiogenesis by suppressing retinoic acid signaling via expression of miR-143. Mechanisms of Development 128, 18–28.
Morillo-Velarde, P. S., Lloret, J., Marín, A. and Sánchez-Vázquez, F. J. (2011). Effects of cadmium on locomotor activity rhythms of the amphipod Gammarus aequicauda. Archives of Environmental Contamination and Toxicology 60, 444–51.
New, D. A. T., Coppola, P. T. and Cockroft, D. L. (1976). Improved development of head-fold rat embryos in culture resulting from low oxygen and modifications of the culture serum. Reproduction 48, 219–222.
Niemelä, J. R., Wedebye, E. B., Nikolov, N. G., Jensen, G. E., Ingerslev, F. and Tyle, H. (2010). The Advisory list for self- classification of dangerous substances.
OECD (1983). OECD guidelines for testing of chemicals: Guideline 415: One-Generation Reproduction Toxicity Study.
OECD (1990). OECD guidelines for testing of chemicals: Guidline 305: Bioconcentration: Flow-through Fish Test.
OECD (1992a). OECD guidelines for testing of chemicals: Guidline 203: Fish Acute Toxicity Test.
OECD (1992b). OECD guidelines for testing of chemicals: Guidline 210: Fish, Early-Life Stage Toxicity Test.
OECD (1995). OECD guidelines for testing of chemicals: Guideline 421: Reproduction/Developmental Toxicity Screening Test.
OECD (1996). OECD guidelines for testing of chemicals: Guideline 422: Combined Repeated Dose Toxicity Study with the Reproduction/Developmental Toxicity Screening Test.
OECD (1998). OECD guidelines for testing of chemicals: Guidline 212: Fish, Short-term Toxicity Test on Embryo and Sac-fry Stages.
OECD (2000). OECD guidelines for testing of chemicals: Guidline 215: Fish, Juvenile Growth Test.
OECD (2001a). OECD guidelines for testing of chemicals: Proposal for updating guideline 414. Prenatal Developmantal Toxicity Study.
OECD (2001b). OECD guidelines for testing of chemicals: Guideline 416: Two-generation Reprodcution Toxicity Study.
OECD (2005). OECD guidelines for testing of chemicals: Draft proposal for a new guideline 426. Developmental Neurotoxicity Study.
OECD (2012). OECD guidelines for testing of chemicals: Draft proposal for a new guideline, Fish Embryo Acute Aquatic Toxicity (FET) Test.
OECD (2013). OECD guidelines for testing of chemicals: Guideline 236: Fish Embryo Acute Toxicity (FET) Test.
Padilla, S., Hunter, D. L., Padnos, B., Frady, S. and MacPhail, R. C. (2011). Assessing locomotor activity in larval zebrafish: Influence of extrinsic and intrinsic variables. Neurotoxicology and Teratology 33, 624–30.
Piersma, A. H. (2006). Alternative methods for developmental toxicity testing. Basic and Clinical Pharmacology and Toxicology 98, 427–31.
Pisaniello, A. (2003). The block of ryanodine receptors selectively inhibits fetal myoblast differentiation. Journal of Cell Science 116, 1589–1597.
Prem, C., Salvenmoser, W., Würtz, J. and Pelster, B. (2000). Swim bladder gas gland cells produce surfactant: in vivo and in culture. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology 279, R2336–43.
Pruvot, B., Quiroz, Y., Voncken, A., Jeanray, N., Piot, A., Martial, J. A. and Muller, M. (2012). A panel of biological tests reveals developmental effects of pharmaceutical pollutants on late stage zebrafish embryos. Reproductive Toxicology (Elmsford, N.Y.) 34, 568–83.
Rana, N., Moond, M., Marthi, A., Bapatla, S., Sarvepalli, T., Chatti, K. and Challa, A. K. (2010). Caffeine-induced effects on heart rate in zebrafish embryos and possible mechanisms of action: an effective system for experiments in chemical biology. Zebrafish 7, 69–81.
Richendrfer, H., Pelkowski, S. D., Colwill, R. M. and Creton, R. (2012). On the edge: pharmacological evidence for anxiety-related behavior in zebrafish larvae. Behavioural Brain Research 228, 99–106.
Riggio, M., Filosa, S., Parisi, E. and Scudiero, R. (2003). Changes in zinc, copper and metallothionein contents during oocyte growth and early development of the teleost Danio rerio (zebrafish). Comparative Biochemistry and Physiology 135, 191–196.
Rihel, J., Prober, D. A., Arvanites, A., Lam, K., Zimmerman, S., Jang, S., Haggarty, S. J., Kokel, D., Rubin, L. L., Peterson, R. T. and Schier, A. F. (2010). Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation. Science (New York, N.Y.) 327, 348–51.
Ross, S. A., McCaffery, P. J., Drager, U. C. and De Luca, L. M. (2000). Retinoids in embryonal development. Physiological Reviews 80, 1021–54.
Rubinstein, A. L. (2006). Zebrafish assays for drug. Expert opninion on Drug Metabolism and Toxicology 2, 231–240.
Russel, W. M. S. and Burch, R. L. (1959). The principles of humane experimental technique. Methuen and Co, Ltd., London, ISBN 0900767 78 2.
Scholz, S., Fischer, S., Gündel, U., Küster, E., Luckenbach, T. and Voelker, D. (2008). The zebrafish embryo model in environmental risk assessment - Applications beyond acute toxicity testing. Environmental Science and Pollution Research 15, 394–404.
Selderslaghs, I. W. T., Van Rompay, A. R., De Coen, W. and Witters, H. E. (2009). Development of a screening assay to identify teratogenic and embryotoxic chemicals using the zebrafish embryo. Reproductive Toxicology (Elmsford, N.Y.) 28, 308–20.
Selderslaghs, I. W. T., Blust, R. and Witters, H. E. (2012). Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds. Reproductive Toxicology (Elmsford, N.Y.) 33, 142–54.
Selderslaghs, I. W. T., Hooyberghs, J., Blust, R. and Witters, H. E. (2013). Assessment of the developmental neurotoxicity of compounds by measuring locomotor activity in zebrafish embryos and larvae. Neurotoxicology and Teratology 37, 44–56.
Shimozono, S., Iimura, T., Kitaguchi, T., Higashijima, S.I. and Miyawaki, A. (2013). Visualization of an endogenous retinoic acid gradient across embryonic development. Nature 496, 363–6.
Simões-Costa, M. S., Vasconcelos, M., Sampaio, A. C., Cravo, R. M., Linhares, V. L., Hochgreb, T., Yan, C. Y. I., Davidson, B. and Xavier-Neto, J. (2005). The evolutionary origin of cardiac chambers. Developmental Biology 277, 1–15.
Smith, M. J., Pihl, R. O. and Farrel, B. (1985). Longterm effects of early cadmium-exposure on locomotor-activity in the rat. Neurobehavioral Toxicology and Teratology 7, 19-22.
Sneeden, J. L. and Loeb, L. A (2004). Mutations in the R2 subunit of ribonucleotide reductase that confer resistance to hydroxyurea. The Journal of Biological Chemistry 279, 40723–8.
Spielmann, H., Pohl, I., Döring, B., Liebsch, M. and Moldenhauer, F. (1997). The embryonic stem cell test (EST), an in vitro embryotoxicity test using two permanent mouse cell lines: 3T3 fibroblasts and embryonic stem cells. In vitro Toxicology 10, 119-127.
Sporn, M. B., Roberts, A. B. and Goodman, D. S. (1994). The Retinoids : Biology , Chemistry and Medicine (Second Edition). International Review of Cytology 188, 73–131.
Steenbergen, P. J., Richardson, M. K. and Champagne, D. L. (2011). Patterns of avoidance behaviours in the light/dark preference test in young juvenile zebrafish: a pharmacological study. Behavioural Brain Research 222, 15–25.
Takeda, K., Ishizawa, S., Sato, M., Yoshida, T. and Shibahara, S. (1994). Identification of a cis-acting element that is responsible for cadmium-mediated induction of the human heme oxygenase gene. The Journal of Biological Chemistry 269, 22858–67.
Teixidó, E., Piqué, E., Gómez-Catalán, J. and Llobet, J. M. (2012). Assessment of developmental delay in the zebrafish embryo teratogenicity assay. Toxicology in vitro: An international journal published in association with BIBRA 27, 469–78.
Van Driel, D., Wesseling, J., Sauer, P. J. J., Touwen, B. C. L., van der Veer, E. and Heymans, H. S. A. (2002). Teratogen update: Fetal effects after in utero exposure to coumarins overview of cases, follow-up findings, and pathogenesis. Teratology 66, 127–40.
Vedani, A., Dobler, M. and Lill, M. A. (2006). The challenge of predicting drug toxicity in silico. Basic and Clinical Pharmacology and Toxicology 99, 195–208.
von Westernhagen, H. (1988). Sublethal affects of pollutants on fish eggs and larvae. Fish Physiology XIA. Academic Press, San diego, 253-346.
Vorhees, C. V. (1974). Some behavioral effects of maternal hypervitaminosis-A in rats. Teratology 10, 269-273.
Vorhees, C. V., Brunner, R.L. and Butcher, R.E. (1979). Psychotropic-drugs as behavioral teratogens. Science 205, 1220-1225.
Vorhees, C. V., Brunner, R. L., McDaniel, C. R. and Butcher, R. E. (1978). The relationshop of gestational age to vitamin A induced postnatal dysfunction. Teratology 17, 271-275.
Wang, M. H., Tseng, C. D. and Bair, S. Y. (1998). Q-T interval prolongation and pleomorphic ventricular tachyarrhythmia ('Torsade de pointes') in organophosphate poisoning: Report of a case. Human Experimantal Toxicology 17, 587-590.
Wangikar, P. B., Dwivedi, P., Sharma, A. K. and Sinha, N. (2004). Effect in rats of simultaneous prenatal exposure to ochratoxin A and aflatoxin B1 . II . Histopathological features of teratological anomalies induced in fetuses. Birth Defects Research 358, 352–358.
Wangikar, P. B., Sinha, N., Dwivedi, P. and Sharma, A. K. (2007). Teratogenic effects of ochratoxin A and aflatoxin B1 alone and in combination on post-implantation rat embryos in culture. Journal of the Turkish German Gynecological association 8, 357–364.
Waxman, J. S. and Yelon, D. (2009). Increased Hox activity mimics the teratogenic effects of excess retinoic acid signaling. Developmental dynamics : An official publication of the American Association of Anatomists 238, 1207–13.
Weigt, S., Huebler, N., Strecker, R., Braunbeck, T. and Broschard, T. H. (2011). Zebrafish (Danio rerio) embryos as a model for testing proteratogens. Toxicology 281, 25–36.
Weigt, S., Huebler, N., Strecker, R., Braunbeck, T. and Broschard, T. H. (2012). Developmental effects of coumarin and the anticoagulant coumarin derivative warfarin on zebrafish (Danio rerio) embryos. Reproductive toxicology (Elmsford, N.Y.) 33, 133–41.
Wilkinson, J.M. and Pollard, I. (1994). In utero exposure to caffeine causes delayed neural tube closure in rat embryo. Teratogenesis, Carcinogenesis and Mutagenesis 14, 205-211.
Wong, K., Elegante, M., Bartels, B., Elkhayat, S., Tien, D., Roy, S., Goodspeed, J., Suciu, C., Tan, J., Grimes, C., Chung, A., Rosenberg, M., Gaikwad, S., Denmark, A., Jackson, A., Kadri, F., Chung, K. M., Stewart, A., Gilder, T., Beeson, E., Zapolsky, I., Wu, N., Cachat, J. and Kaleuff, A. V. (2010). Analyzing habituation responses to novelty in zebrafish (Danio rerio). Behavioural Brain Research 208, 450–7.
Yang, J., Chen, J. and Fredholm, B. B. (2009a). Physiological roles of A1 and A2A adenosine receptors in regulating heart rate, body temperature and locomotion as revealed using knockout mice and caffeine. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology 296, 1141–1149.
Yang, L., Ho, N. Y., Alshut, R., Legradi, J., Weiss, C., Reischl, M., Mikut, R., Liebel, U., Müller, F. and Strähle, U. (2009b). Zebrafish embryos as models for embryotoxic and teratological effects of chemicals. Reproductive Toxicology (Elmsford, N.Y.) 28, 245–53.
Yeh, C. H., Liao, Y. F., Chang, C. Y., Tsai, J. N., Wang, Y. H., Cheng, C. C., Wen, C. C. and Chen, Y. H. (2012). Caffeine treatment disturbs the angiogenesis of zebrafish embryos. Drug and Chemical Toxicology 35, 361–5.
Yoshida, J. and Kosazuma, T. (1983). Effects of prenatal treatment with hydroxyurea on open-field behavior in rats. Teratology 28, A16-A17.
Yu, L., Coelho, J. E., Zhang, X., Fu, Y., Tillman, A., Karaoz, U., Fredholm, B. B., Weng, Z. and Chen, J.-F. (2009). Uncovering multiple molecular targets for caffeine using a drug target validation strategy combining A2A receptor knockout mice with microarray profiling. Physiological Genomics 37, 199–210.
Zielinska, A., Lichti, C. F., Bratton, S., Mitchell, N. C., Gallus-zawada, A., Le, V., Finel, M., Miller, G. P., Radominska-pandya, A. and Moran, J. H. (2008). Glucuronidation of monohydroxylated warfarin metabolites by human liver microsomes and human recombinant UDP-glucuronosyltransferases. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics 324, 139–148.
Bibliografie behorende tot de beslissingsboom (www.zebrafishlab.be/scoring)
Airhart, M. J., Lee, D. H., Wilson, T. D., Miller, B. E., Miller, M. N. and Skalko, R. G. (2007). Movement disorder and neurochemical changes in zebrafish larvae after bath exposure to fluoxetine (PROZAC). Neurotoxicology and Teratology 29, 652-664.
Chen Y. H., Lee, H. C., Hsu, R. J., Chen, T. Y., Huang, Y. K., Lo, H. C., Hu, S. C., Harn, H. J., Jeng, J. R., Sun C. K., Lin, S. Z. and Tsai, H. J. (2012). The toxic effects of Amiodarone on valve formation in the developing heart of zebrafish embryos. Reproductive Toxicology 33, 233-244.
Ernest, S., Guadagnini, S., Prévost, M. C. and Soussi-Yanicostas, N. (2007). Localisation of anosmin-1a and anosmin-1b in the inner ear and neuromasts of zebrafish. Gene Expression Patterns 7, 274-281.
Esaki, M., Hoshijima, K., Nakamura, N., Munakata, K., Tanak, M., Ookata, K., Asakawa, K., Kawakami, K., Wang, W., Weinberg, E. S. and Hirose, S. (2009). Mechanism of development of ionocytes rich in vacuolar-type H+-ATPase in the skin of zebrafish larvae. Developmental Biology 329, 116-129.
Glass, A. S. and Dahm, R. (2009). Zebrafish models of human disease: http://www.ralf-dahm.com/index.php?id=67.
Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B. and Schilling, T. F. (1995). Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental dynamics : An official publication of the American Association of Anatomists 203, 253–310.
Ma, A. C. H., Chung, M. I. S., Liang, R. and Leung, A. Y. H. (2010). A DEAB-sensitive aldehyde dehydrogenase regulates hematopoietic stem and progenitor cells development during primitive hematopoiesis in zebrafish embryo’s. Leukemia 24, 2090-2099.
Malicki, J., Schier, A. F., Solnica-Krezel, L., Stemple, D. L., Neuhauss, S. C. F., Stainier, D. Y. R., Abdelilah, S., Rangini, Z., Zwartkruis, F. and Driever, W. (1996). Mutations affecting development of the zebrafish ear. Development 123, 275-283.
McMahon, C., Sermina, E. V. and Linkn B. A. (2004). Using zebrafish to study the complex genetics of glaucoma. Comparative Biochemistry and Phsyiology, Part C 138, 343-350.
OECD (2013). OECD guidelines for the testing of chemicals: Fish Embryo Acute Toxicity (FET) Test.
Schwerte, T. and Fritsche, R. (2003). Understanding cardiovascular physiology in zebrafish and Xenopus larvae: the use of microtechniques. Comparative Biochemistry and Physiology Part A 135, 131-145.
Zhu, B., Wu, Z. F., Li, J. and Wang, G. X. (2011). Single and joint action toxicity of heavy metals on early developmental stages of Chinese rare minnox (Gobiocypris rarus). Ecotoxicology and Environmental Safety 74, 2193-2202.
