De rol van collageen type V en VI in erfelijke bindweefselaandoeningen

Eva Mortier
Collageen, meer dan cosmetica“Look 10 years younger with collagen cream” ~ BRTC Medi Stem Collagen CreamIedereen kent de reclames wel waarin cosmetica met collageen worden aangeprezen om beginnende rimpels weg te werken. Collageen komt echter niet alleen voor in de huid en tekort aan collageen kan, indien aangeboren, grote gevolgen hebben.CollageenHet menselijk lichaam is naast spierweefsel, epitheel, bloed en zenuwen opgebouwd uit bindweefsel (figuur 1).

De rol van collageen type V en VI in erfelijke bindweefselaandoeningen

Collageen, meer dan cosmetica

“Look 10 years younger with collagen cream” ~ BRTC Medi Stem Collagen Cream

Iedereen kent de reclames wel waarin cosmetica met collageen worden aangeprezen om beginnende rimpels weg te werken. Collageen komt echter niet alleen voor in de huid en tekort aan collageen kan, indien aangeboren, grote gevolgen hebben.

Collageen

Het menselijk lichaam is naast spierweefsel, epitheel, bloed en zenuwen opgebouwd uit bindweefsel (figuur 1). Collageen is hierbij één van de belangrijke bouwstenen en staat in voor de mechanische sterkte en weerstand.

Collageen is een glycoproteïne, een eiwit waaraan polysacchariden gekoppeld zijn, dat één of meerdere collageendomeinen bezit. Dit domein is opgebouwd uit segmenten met een herhalende (Glycine-X-Y)n sequentie, waarbij X en Y meestal vertegenwoordigd worden door de aminozuren proline en hydroxyproline.

Alle collageenmoleculen zijn ‘trimere’ proteïnen, wat betekent dat ze opgebouwd zijn uit 3 polypeptideketens, de zogenaamde α-ketens. Drie linksdraaiende α-ketens draaien rond elkaar tot een rechtshandige triple superhelix (figuur 2).

Er bestaan 28 verschillende types collageen. Eén van deze types, collageen type V, dat voornamelijk in de lederhuid en het hoornvlies wordt teruggevonden, wordt meer in detail besproken.

Collageen type V

Collageen type V speelt een belangrijke rol in het proces waarbij collageen fibrillen worden gevormd. Het staat tevens in voor het aantal en de beginnende diameter van de fibrillen, door de verhouding van collageen type V ten opzichte van type I te sturen (figuur 3).

De genen die coderen voor de α1-, α2- en α3-ketens van collageen type V zijn respectievelijk COL5A1, COL5A2 en COL5A3.

Een aangeboren collageentekort kan een groot impact hebben. Tekort aan collageen type V, door mutaties in het COL5A1 of COL5A2 gen, resulteert in het klassieke type van het Ehlers-Danlos syndroom (EDS).

Klassieke EDS

Klassieke EDS is een autosomaal dominant overerfbare aandoening, waardoor deze zich reeds uit bij één gemuteerde genkopij. De aandoening behoort met vijf andere types tot de heterogene EDS groep. Onderscheid tussen de verschillende types gebeurt aan de hand van majeure en mineure Villefranche criteria.

De drie majeure criteria voor klassieke EDS zijn een hyperelastische huid, dunne, uitrekbare littekens en hypermobiele gewrichten (figuur 4). Met hypermobiliteit wordt bedoeld dat de gewrichten een grotere bewegingsamplitudo hebben.

Meer dan 90% van de patiënten die voldoen aan deze criteria hebben een collageen type V defect.

Bij 10% van de patiënten is echter nog geen oorzakelijke mutatie vastgesteld. Hiervoor zijn twee verklaringen mogelijk.

Enerzijds staan de detectiemethoden (nog) niet op punt en niet alle regio’s van collageen type V worden routinematig gescreend.

Anderzijds kan de oorzaak liggen bij één van de bindingspartners van collageen type V. Een mutatie in het gen dat hiervoor codeert kan, via interactie met collageen type V, een gelijkaardige kliniek veroorzaken.

Bindingspartners

Collageen type V fibrillen vormen een brug tussen collageen type IV enerzijds en type VI anderzijds (figuur 5). Het ontbreken van één van de elementen van dit proteïnenetwerk kan de hele structuur destabiliseren en defecten veroorzaken in huidcohesie en functie. Een mutatie in één van de genen die coderen voor collageen type VI, dat voornamelijk in de spier wordt teruggevonden, zou bijgevolg aan de grond kunnen liggen van de onverklaarde EDS gevallen.

Indien dit het geval zou zijn zouden deze mutaties weliswaar verschillen van de “typische” collageen type VI mutaties die aanleiding geven tot congenitale musculaire dystrofie (waar spieraantasting meer op de voorgrond staat).

Deze hypothese kan nagegaan worden door de overlap in kliniek (en technische onderzoeken) tussen klassieke EDS en UCMD na te gaan.

De collageen VI gerelateerde aandoeningen omvatten onder andere Ullrich Congenitale Musculaire Dystrofie (UCMD) en Bethlem Myopathie (BM). Beiden behoren tot hetzelfde klinische spectrum, waarbij UCMD zich aan het ernstige eind bevindt.

UCMD wordt zowel door recessieve als dominante autosomale mutaties van COL6A1, COL6A2 of COL6A3 veroorzaakt. Deze aandoening kan dus tot uiting komen bij twee gemuteerde genkopijen, maar eveneens bij één kopij van een andere genmutatie.

Overlap

De kliniek en technische onderzoeken tonen slechts beperkte overlap tussen de aandoeningen op niveau van de huid, de spier en het skelet. Dit maakt de hypothese van ongedetecteerde mutaties plausibel.

Skelet/spier

Klassieke EDS wordt gekenmerkt door veralgemeende gewrichtshypermobiliteit terwijl deze bij UCMD zich voornamelijk ter hoogte van het uiteinde van de ledematen uit.

Spierzwakte is bij UCMD meer uitgesproken en leidt daarenboven tot ademhalingsproblemen. Ook een afname in spierspanning, hypotonie, is het meest uitgesproken bij UCMD. Bij UCMD worden daarenboven distale contracturen gezien. Deze gefixeerde samentrekking van de pezen belemmert normale beweging. Eveneens worden skeletale afwijkingen en een abnormale stand van het hoofd (door contractie van één van de nekspieren) gezien. (figuur 6)

Bij UCMD blijft de aantasting beperkt tot de spier, doch het is veel meer uitgesproken dan bij klassieke EDS. Dit wordt gestaafd via spierbiopten, beeldvorming en elektromyografie. Er wordt ook een toename gezien in creatinekinase, een merker voor spierschade.

Huid

De huidaandoeningen zijn meer uitgesproken bij klassieke EDS. Zowel klassieke EDS - als UCMD patiënten vertonen een hyperelastische, fluweelachtige huid. UCMD vertoont net zoals klassieke EDS atrofische littekens maar wordt voornamelijk gekenmerkt door keloïd. Hierbij wordt er een overwoekering van littekenweefsel gezien.

Klassieke EDS vertoont eveneens spontane bloedingen in de huid.

Een huidbiopt van een klassieke EDS patiënt toont grotere collageen fibrillen met een onregelmatige ronde vorm. Typerend zijn de collageen fibrillen met uitzicht van een bloemkool, de ‘cauliflowers’ (figuur 7).

Bij UCMD daarentegen zijn de collageen fibrillen van relatief normaal kaliber. Er is toename in variabiliteit. Slechts af en toe worden ‘cauliflowers’ teruggevonden.

Heeft de interactie tussen collageen types V en VI gevolgen voor de praktijk?

Het hebben van karakteristieken die zowel horen bij een spieraandoening als bij een bindweefselaandoening hebben belangrijke implicaties voor de praktijk. Tijdens de eerste levensjaren kunnen patiënten met collageen VI gerelateerde aandoeningen zich presenteren met uitgesproken gewrichtshypermobiliteit of afwezige contracturen en slechts milde spierzwakte. Omgekeerd kan hypotonie een klinische uiting zijn van klassieke EDS.

Verder onderzoek zal moeten uitwijzen of de klassieke EDS patiënten met ongedetecteerde mutaties het gevolg zijn van een collageen type V mutatie of dat er gezocht moet worden in de richting van collageen type VI of andere bindingspartners.

 

 

Bibliografie

1. Symoens S, Renard M, Bonod-Bidaud C, Syx D, Vaganay E, Malfait F, et al. Identification of binding partners interacting with the alpha1-N-propeptide of type V collagen. The Biochemical journal. 2011;433(2):371-81.2. Wenstrup RJ, Florer JB, Davidson JM, Phillips CL, Pfeiffer BJ, Menezes DW, et al. Murine model of the Ehlers-Danlos syndrome. col5a1 haploinsufficiency disrupts collagen fibril assembly at multiple stages. The Journal of biological chemistry. 2006;281(18):12888-95.3. Birk DE. Type V collagen: heterotypic type I/V collagen interactions in the regulation of fibril assembly. Micron (Oxford, England : 1993). 2001;32(3):223-37.4. Lodish H, Berk A, Kaiser CA, Krieger M, Scott MP, Bretscher A, et al. Integrating cells into tissues. Molecular cell biology. 6 ed: W. H. Freeman and Company; 2007. p. 801-46.5. Birk D, Brückner P. Collagens, Suprastructures, and Collagen Fibril Assembly. In: Mecham RP, editor. The Extracellular Matrix: an Overview. Biology of Extracellular Matrix: Springer Berlin Heidelberg; 2011. p. 77-115.6. Engel J, Chiquet M. An Overview of Extracellular Matrix Structure and Function. In: Mecham RP, editor. The Extracellular Matrix: an Overview. Biology of Extracellular Matrix: Springer Berlin Heidelberg; 2011. p. 1-39.7. Nussbaum RL, McInnes RR, Willard HF. The Human Genome: Gene Structure and Function. Thompson & Thompson Genetics In Medicine. 7 ed: Saunders Elsevier; 2007. p. 25-39.8. van Dijk FS, Cobben JM, Maugeri A, Nikkels PG, van Rijn RR, Pals G. [Osteogenesis imperfecta: clinical and genetic heterogeneity]. Nederlands tijdschrift voor geneeskunde. 2012;156(21):A4585.9. Ishikawa Y, Bachinger HP. A molecular ensemble in the rER for procollagen maturation. Biochimica et biophysica acta. 2013;1833(11):2479-91.10. Makareeva E, Leikin S. Procollagen triple helix assembly: an unconventional chaperone-assisted folding paradigm. PloS one. 2007;2(10):e1029.11. Sauk JJ, Nikitakis N, Siavash H. Hsp47 a novel collagen binding serpin chaperone, autoantigen and therapeutic target. Frontiers in bioscience : a journal and virtual library. 2005;10:107-18.12. Greenspan D. Biosynthetic Processing of Collagen Molecules. In: Brinckmann J, Notbohm H, Müller PK, editors. Collagen. Topics in Current Chemistry. 247: Springer Berlin Heidelberg; 2005. p. 149-83.13. Boudko SP, Engel J, Bachinger HP. The crucial role of trimerization domains in collagen folding. The international journal of biochemistry & cell biology. 2012;44(1):21-32.14. Kielty CM, Grant ME. The Collagen Family: Structure, Assembly, and Organization in the Extracellular Matrix. Connective Tissue and Its Heritable Disorders: John Wiley & Sons, Inc.; 2003. p. 159-221.15. Maki JM. Lysyl oxidases in mammalian development and certain pathological conditions. Histology and histopathology. 2009;24(5):651-60.16. Maruhashi T, Kii I, Saito M, Kudo A. Interaction between periostin and BMP-1 promotes proteolytic activation of lysyl oxidase. The Journal of biological chemistry. 2010;285(17):13294-303.17. McLaughlin JS, Linsenmayer TF, Birk DE. Type V collagen synthesis and deposition by chicken embryo corneal fibroblasts in vitro. Journal of cell science. 1989;94 ( Pt 2):371-9.18. Weil D, Bernard M, Gargano S, Ramirez F. The pro alpha 2(V) collagen gene is evolutionarily related to the major fibrillar-forming collagens. Nucleic acids research. 1987;15(1):181-98.19. Imamura Y, Scott IC, Greenspan DS. The pro-alpha3(V) collagen chain. Complete primary structure, expression domains in adult and developing tissues, and comparison to the structures and expression domains of the other types V and XI procollagen chains. The Journal of biological chemistry. 2000;275(12):8749-59.20. Gopalakrishnan B, Wang WM, Greenspan DS. Biosynthetic processing of the Pro-alpha1(V)Pro-alpha2(V)Pro-alpha3(V) procollagen heterotrimer. The Journal of biological chemistry. 2004;279(29):30904-12.21. Unsold C, Pappano WN, Imamura Y, Steiglitz BM, Greenspan DS. Biosynthetic processing of the pro-alpha 1(V)2pro-alpha 2(V) collagen heterotrimer by bone morphogenetic protein-1 and furin-like proprotein convertases. The Journal of biological chemistry. 2002;277(7):5596-602.22. Sun M, Chen S, Adams SM, Florer JB, Liu H, Kao WW, et al. Collagen V is a dominant regulator of collagen fibrillogenesis: dysfunctional regulation of structure and function in a corneal-stroma-specific Col5a1-null mouse model. Journal of cell science. 2011;124(Pt 23):4096-105.23. Birk DE, Fitch JM, Babiarz JP, Doane KJ, Linsenmayer TF. Collagen fibrillogenesis in vitro: interaction of types I and V collagen regulates fibril diameter. Journal of cell science. 1990;95 ( Pt 4):649-57.24. Steinmann B, Royce PM, Superti-Furga A. The Ehlers-Danlos Syndrome. Connective Tissue and Its Heritable Disorders: John Wiley & Sons, Inc.; 2003. p. 431-523.25. Beighton P, De Paepe A, Steinmann B, Tsipouras P, Wenstrup RJ. Ehlers-Danlos syndromes: revised nosology, Villefranche, 1997. Ehlers-Danlos National Foundation (USA) and Ehlers-Danlos Support Group (UK). American journal of medical genetics. 1998;77(1):31-7.26. Symoens S, Syx D, Malfait F, Callewaert B, De Backer J, Vanakker O, et al. Comprehensive molecular analysis demonstrates type V collagen mutations in over 90% of patients with classic EDS and allows to refine diagnostic criteria. Human mutation. 2012;33(10):1485-93.27. Bulbena A, Duro JC, Porta M, Faus S, Vallescar R, Martin-Santos R. Clinical assessment of hypermobility of joints: assembling criteria. The Journal of rheumatology. 1992;19(1):115-22.28. Malfait F, Coucke P, Symoens S, Loeys B, Nuytinck L, De Paepe A. The molecular basis of classic Ehlers-Danlos syndrome: a comprehensive study of biochemical and molecular findings in 48 unrelated patients. Human mutation. 2005;25(1):28-37.29. Schwarze U, Atkinson M, Hoffman GG, Greenspan DS, Byers PH. Null alleles of the COL5A1 gene of type V collagen are a cause of the classical forms of Ehlers-Danlos syndrome (types I and II). American journal of human genetics. 2000;66(6):1757-65.30. Mitchell AL, Schwarze U, Jennings JF, Byers PH. Molecular mechanisms of classical Ehlers-Danlos syndrome (EDS). Human mutation. 2009;30(6):995-1002.31. Wenstrup RJ, Florer JB, Willing MC, Giunta C, Steinmann B, Young F, et al. COL5A1 haploinsufficiency is a common molecular mechanism underlying the classical form of EDS. American journal of human genetics. 2000;66(6):1766-76.32. Symoens S, Malfait F, Renard M, Andre J, Hausser I, Loeys B, et al. COL5A1 signal peptide mutations interfere with protein secretion and cause classic Ehlers-Danlos syndrome. Human mutation. 2009;30(2):E395-403.33. De Paepe A, Nuytinck L, Hausser I, Anton-Lamprecht I, Naeyaert JM. Mutations in the COL5A1 gene are causal in the Ehlers-Danlos syndromes I and II. American journal of human genetics. 1997;60(3):547-54.34. Giunta C, Nuytinck L, Raghunath M, Hausser I, De Paepe A, Steinmann B. Homozygous Gly530Ser substitution in COL5A1 causes mild classical Ehlers-Danlos syndrome. American journal of medical genetics. 2002;109(4):284-90.35. Takahara K, Schwarze U, Imamura Y, Hoffman GG, Toriello H, Smith LT, et al. Order of intron removal influences multiple splice outcomes, including a two-exon skip, in a COL5A1 acceptor-site mutation that results in abnormal pro-alpha1(V) N-propeptides and Ehlers-Danlos syndrome type I. American journal of human genetics. 2002;71(3):451-65.36. Malfait F, Wenstrup R, De Paepe A. Ehlers-Danlos Syndrome, Classic Type [Internet]. University of Washington, Seattle; [updated 2011 Aug 18]. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1244/#eds.REF.malfait.2005.28.37. Zoppi N, Gardella R, De Paepe A, Barlati S, Colombi M. Human fibroblasts with mutations in COL5A1 and COL3A1 genes do not organize collagens and fibronectin in the extracellular matrix, down-regulate alpha2beta1 integrin, and recruit alphavbeta3 Instead of alpha5beta1 integrin. The Journal of biological chemistry. 2004;279(18):18157-68.38. Boot-Handford RP, Briggs MD. The unfolded protein response and its relevance to connective tissue diseases. Cell and tissue research. 2010;339(1):197-211.39. Nuytinck L, Freund M, Lagae L, Pierard GE, Hermanns-Le T, De Paepe A. Classical Ehlers-Danlos syndrome caused by a mutation in type I collagen. American journal of human genetics. 2000;66(4):1398-402.40. Schalkwijk J, Zweers MC, Steijlen PM, Dean WB, Taylor G, van Vlijmen IM, et al. A recessive form of the Ehlers-Danlos syndrome caused by tenascin-X deficiency. N Engl J Med. 2001;345(16):1167-75.41. Veit G, Hansen U, Keene DR, Bruckner P, Chiquet-Ehrismann R, Chiquet M, et al. Collagen XII interacts with avian tenascin-X through its NC3 domain. The Journal of biological chemistry. 2006;281(37):27461-70.42. O'Connell M, Burrows NP, van Vlijmen-Willems MJ, Clark SM, Schalkwijk J. Tenascin-X deficiency and Ehlers-Danlos syndrome: a case report and review of the literature. The British journal of dermatology. 2010;163(6):1340-5.43. Minamitani T, Ariga H, Matsumoto K. Deficiency of tenascin-X causes a decrease in the level of expression of type VI collagen. Experimental cell research. 2004;297(1):49-60.44. Hausser I, Anton-Lamprecht I. Differential ultrastructural aberrations of collagen fibrils in Ehlers-Danlos syndrome types I-IV as a means of diagnostics and classification. Human genetics. 1994;93(4):394-407.45. Fitzgerald J, Rich C, Zhou FH, Hansen U. Three novel collagen VI chains, alpha4(VI), alpha5(VI), and alpha6(VI). The Journal of biological chemistry. 2008;283(29):20170-80.46. Furthmayr H, Wiedemann H, Timpl R, Odermatt E, Engel J. Electron-microscopical approach to a structural model of intima collagen. The Biochemical journal. 1983;211(2):303-11.47. Chu ML, Conway D, Pan TC, Baldwin C, Mann K, Deutzmann R, et al. Amino acid sequence of the triple-helical domain of human collagen type VI. The Journal of biological chemistry. 1988;263(35):18601-6.48. Jimenez-Mallebrera C, Maioli MA, Kim J, Brown SC, Feng L, Lampe AK, et al. A comparative analysis of collagen VI production in muscle, skin and fibroblasts from 14 Ullrich congenital muscular dystrophy patients with dominant and recessive COL6A mutations. Neuromuscular disorders : NMD. 2006;16(9-10):571-82.49. Beecher N, Roseman AM, Jowitt TA, Berry R, Troilo H, Kammerer RA, et al. Collagen VI, conformation of A-domain arrays and microfibril architecture. The Journal of biological chemistry. 2011;286(46):40266-75.50. Bonod-Bidaud C, Roulet M, Hansen U, Elsheikh A, Malbouyres M, Ricard-Blum S, et al. In vivo evidence for a bridging role of a collagen V subtype at the epidermis-dermis interface. The Journal of investigative dermatology. 2012;132(7):1841-9.51. Lampe AK, Dunn DM, von Niederhausern AC, Hamil C, Aoyagi A, Laval SH, et al. Automated genomic sequence analysis of the three collagen VI genes: applications to Ullrich congenital muscular dystrophy and Bethlem myopathy. Journal of medical genetics. 2005;42(2):108-20.52. Sparks S, Quijano-Roy S, Harper A, Rutkowski A, Gordon E, Hoffman EP, et al. Congenital Muscular Dystrophy Overview [Internet]. University of Washington, Seattle; [updated 2012 Aug 23]. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1291/.53. Ishikawa H, Sugie K, Murayama K, Ito M, Minami N, Nishino I, et al. Ullrich disease: collagen VI deficiency: EM suggests a new basis for muscular weakness. Neurology. 2002;59(6):920-3.54. Bonnemann CG, Rutkowski A, Mercuri E, Muntoni F. 173rd ENMC International Workshop: congenital muscular dystrophy outcome measures 5-7 March 2010, Naarden, The Netherlands. Neuromuscular disorders : NMD. 2011;21(7):513-22.55. Angelin A, Tiepolo T, Sabatelli P, Grumati P, Bergamin N, Golfieri C, et al. Mitochondrial dysfunction in the pathogenesis of Ullrich congenital muscular dystrophy and prospective therapy with cyclosporins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2007;104(3):991-6.56. Brinas L, Richard P, Quijano-Roy S, Gartioux C, Ledeuil C, Lacene E, et al. Early onset collagen VI myopathies: Genetic and clinical correlations. Annals of neurology. 2010;68(4):511-20.57. Baker NL, Morgelin M, Peat R, Goemans N, North KN, Bateman JF, et al. Dominant collagen VI mutations are a common cause of Ullrich congenital muscular dystrophy. Human molecular genetics. 2005;14(2):279-93.58. Pan TC, Zhang RZ, Sudano DG, Marie SK, Bonnemann CG, Chu ML. New molecular mechanism for Ullrich congenital muscular dystrophy: a heterozygous in-frame deletion in the COL6A1 gene causes a severe phenotype. American journal of human genetics. 2003;73(2):355-69.59. Demir E, Sabatelli P, Allamand V, Ferreiro A, Moghadaszadeh B, Makrelouf M, et al. Mutations in COL6A3 cause severe and mild phenotypes of Ullrich congenital muscular dystrophy. American journal of human genetics. 2002;70(6):1446-58.60. Higuchi I, Shiraishi T, Hashiguchi T, Suehara M, Niiyama T, Nakagawa M, et al. Frameshift mutation in the collagen VI gene causes Ullrich's disease. Annals of neurology. 2001;50(2):261-5.61. Camacho Vanegas O, Bertini E, Zhang RZ, Petrini S, Minosse C, Sabatelli P, et al. Ullrich scleroatonic muscular dystrophy is caused by recessive mutations in collagen type VI. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2001;98(13):7516-21.62. Zhang RZ, Sabatelli P, Pan TC, Squarzoni S, Mattioli E, Bertini E, et al. Effects on collagen VI mRNA stability and microfibrillar assembly of three COL6A2 mutations in two families with Ullrich congenital muscular dystrophy. The Journal of biological chemistry. 2002;277(46):43557-64.63. Lucarini L, Giusti B, Zhang RZ, Pan TC, Jimenez-Mallebrera C, Mercuri E, et al. A homozygous COL6A2 intron mutation causes in-frame triple-helical deletion and nonsense-mediated mRNA decay in a patient with Ullrich congenital muscular dystrophy. Human genetics. 2005;117(5):460-6.64. Foley AR, Hu Y, Zou Y, Yang M, Medne L, Leach M, et al. Large genomic deletions: a novel cause of Ullrich congenital muscular dystrophy. Annals of neurology. 2011;69(1):206-11.65. Ishikawa H, Sugie K, Murayama K, Awaya A, Suzuki Y, Noguchi S, et al. Ullrich disease due to deficiency of collagen VI in the sarcolemma. Neurology. 2004;62(4):620-3.66. Kawahara G, Okada M, Morone N, Ibarra CA, Nonaka I, Noguchi S, et al. Reduced cell anchorage may cause sarcolemma-specific collagen VI deficiency in Ullrich disease. Neurology. 2007;69(10):1043-9.67. Sabatelli P, Bonaldo P, Lattanzi G, Braghetta P, Bergamin N, Capanni C, et al. Collagen VI deficiency affects the organization of fibronectin in the extracellular matrix of cultured fibroblasts. Matrix biology : journal of the International Society for Matrix Biology. 2001;20(7):475-86.68. Irwin WA, Bergamin N, Sabatelli P, Reggiani C, Megighian A, Merlini L, et al. Mitochondrial dysfunction and apoptosis in myopathic mice with collagen VI deficiency. Nature genetics. 2003;35(4):367-71.69. INSERM. Organ Transplantation: Research perspectives [Internet]. Institut national de la santé et de la recherche médicale, Paris; 2008. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK24616/.70. Grumati P, Coletto L, Sabatelli P, Cescon M, Angelin A, Bertaggia E, et al. Autophagy is defective in collagen VI muscular dystrophies, and its reactivation rescues myofiber degeneration. Nature medicine. 2010;16(11):1313-20.71. Menazza S, Blaauw B, Tiepolo T, Toniolo L, Braghetta P, Spolaore B, et al. Oxidative stress by monoamine oxidases is causally involved in myofiber damage in muscular dystrophy. Human molecular genetics. 2010;19(21):4207-15.72. Hicks D, Lampe AK, Laval SH, Allamand V, Jimenez-Mallebrera C, Walter MC, et al. Cyclosporine A treatment for Ullrich congenital muscular dystrophy: a cellular study of mitochondrial dysfunction and its rescue. Brain : a journal of neurology. 2009;132(Pt 1):147-55.73. Mercuri E, Lampe A, Allsop J, Knight R, Pane M, Kinali M, et al. Muscle MRI in Ullrich congenital muscular dystrophy and Bethlem myopathy. Neuromuscular disorders : NMD. 2005;15(4):303-10.74. Higuchi I, Horikiri T, Niiyama T, Suehara M, Shiraishi T, Hu J, et al. Pathological characteristics of skeletal muscle in Ullrich's disease with collagen VI deficiency. Neuromuscular disorders : NMD. 2003;13(4):310-6.75. Voermans NC, Jenniskens GJ, Hamel BC, Schalkwijk J, Guicheney P, van Engelen BG. Ehlers-Danlos syndrome due to tenascin-X deficiency: muscle weakness and contractures support overlap with collagen VI myopathies. American journal of medical genetics Part A. 2007;143A(18):2215-9.76. Voermans NC, van Alfen N, Pillen S, Lammens M, Schalkwijk J, Zwarts MJ, et al. Neuromuscular involvement in various types of Ehlers-Danlos syndrome. Annals of neurology. 2009;65(6):687-97.77. Oh SJ. General Concepts of Electrodiagnostic Studies in Neuromuscular Disease. Clinical electromyography: Nerve Conduction Studies. 2 ed: Williams & Wilkins; 1993. p. 15-25.78. Quijano-Roy S, Renault F, Romero N, Guicheney P, Fardeau M, Estournet B. EMG and nerve conduction studies in children with congenital muscular dystrophy. Muscle & nerve. 2004;29(2):292-9.79. Malfait F, Wenstrup RJ, De Paepe A. Clinical and genetic aspects of Ehlers-Danlos syndrome, classic type. Genetics in medicine : official journal of the American College of Medical Genetics. 2010;12(10):597-605.80. Zweers MC, van Vlijmen-Willems IM, van Kuppevelt TH, Mecham RP, Steijlen PM, Bristow J, et al. Deficiency of tenascin-X causes abnormalities in dermal elastic fiber morphology. The Journal of investigative dermatology. 2004;122(4):885-91.81. Kirschner J, Hausser I, Zou Y, Schreiber G, Christen HJ, Brown SC, et al. Ullrich congenital muscular dystrophy: connective tissue abnormalities in the skin support overlap with Ehlers-Danlos syndromes. American journal of medical genetics Part A. 2005;132A(3):296-301.

Universiteit of Hogeschool
Publicatiejaar
2014
Kernwoorden
Share this on: