Effect of hypoxia on protein metabolism in human skeletal muscle
Wat is het effect van zuurstofarmoede op je spiermassa?
Stel je voor dat je twee weken in een omgeving vertoeft waar de ingeademde hoeveelheid zuurstof verminderd is tot twee derde van de zuurstofhoeveelheid aanwezig op zeeniveau. Heeft dat effect op je spiermassa?
Zuurstofarmoede
Leven op aarde is voor de mens enkel mogelijk door de aanwezigheid van de atmosfeer. De atmosfeer is het luchtomhulsel rond de aarde en bestaat uit een mengeling van verschillende gassen (de belangrijkste zijn 78% stikstof, 21% zuurstof en 0.03% CO2). Voor de celademhaling in aerobe organismen is zuurstof belangrijk.
Zuurstofarmoede of hypoxie is een conditie waarbij het lichaam over onvoldoende zuurstof beschikt. Dit kan het gevolg zijn van blootstelling aan hoogte. Bij het stijgen in de bergen daalt de atmosferische druk en zo ook de partiële drukken (het aandeel van elk onderdeel van het gasmengsel). Dit komt omdat de kolom lucht boven je in de atmosfeer kleiner wordt des te hoger je je bevindt, waardoor je op hoogte genoegen moet nemen met de een lagere hoeveelheid zuurstof ten opzichte van op zeeniveau. Dus hoe hoger je je bevindt, hoe minder zuurstof aanwezig in de lucht, waardoor je er minder kan inademen. Interessant genoeg kan hypoxie ook gesimuleerd worden op zeeniveau. Dit wordt gedaan door de zuurstof uit de atmosferische lucht te filteren, terwijl de atmosferische druk gelijk blijft. Op deze manier kunnen er kamers of zelfs hotels gemaakt worden waarvan je de deur opdoet en meteen op enkele duizenden meters hoogte binnen stapt. Zulk hotel is gebruikt in deze studie, maar later meer daarover.
De net aangehaalde voorbeelden gaven aan dat hypoxie kan gecreëerd worden door atmosferische lucht in te ademen waarvan de partiële zuurstofdruk verminderd is. Anderzijds kan hypoxie ook te wijten zijn aan ziekten gekenmerkt door een verminderde capaciteit om zuurstof in te ademen en/of te verdelen over lichaam zoals longlijden, hartfalen en ernstige bloedarmoede. Er is voldoende zuurstof aanwezig in de omgeving maar er is geen geschikte opname ervan door het lichaam ter hoogte van de longen of ter hoogte van het bloed, waar zuurstof vervoerd wordt.
Spiermassa
Spieren bestaan uit eiwitten, ook proteïnen genoemd. Deze proteïnen worden voortdurend opgebouwd en afgebroken, respectievelijk proteïne synthese en proteïne degradatie genoemd. Wist je bijvoorbeeld dat na enkele maanden alle proteïnen van je arm zijn afgebroken, om meteen daarna weer vervangen te worden door nieuwe? Elke paar maanden heb je dus als het ware een ‘nieuwe arm’. Spierweefsel is dus zeer plastisch en kan reageren op verschillende prikkels. Zo is er verlies aan spiermassa wanneer er meer proteïne degradatie is dan synthese, bijvoorbeeld door inactiviteit of is er opbouw van spiermassa, gekenmerkt door meer proteïne synthese dan degradatie, bijvoorbeeld door krachttraining. Vanzelfsprekend gebeurt dit niet van vandaag op morgen. De prikkel moet minstens enkele weken aanhouden om uiteindelijk effect te hebben op spiermassa.
Zuurstofarmoede en spiermassa
Het is aangenomen dat langdurige zuurstofarmoede (meer dan enkele weken) leidt tot een verlies van spiermassa. Dit verlies aan spiermassa kan toegeschreven worden aan een verminderde proteïne synthese, een toegenomen proteïne degradatie of een combinatie van beiden. Proteïne synthese en degradatie in menselijk spierweefsel wordt gereguleerd door o.a. enzymen markers. Het zijn de enzymen markers die we bestudeerd hebben om zo na te gaan wat het effect is van hypoxie op de spierhuishouding en meer specifiek proteïne synthese en degradatie.
Het doel van het project is meer inzicht te krijgen in de mechanismen die aan de basis liggen van proteïne synthese en degradatie in menselijk spierweefsel onder invloed van hypoxie. Hierdoor kan kennis vergaard worden dat in een verder stadium kan leiden tot de ontwikkeling van een behandeling tegen ziekten geassocieerd met zuurstofarmoede.
Aussies op hoogte
Hiervoor hebben aan de Victoria Universiteit in Melbourne (Australië) acht gezonde mannen gedurende twee weken op een hoogte van 3200 meter geleefd, nagebootst in een hoogte hotel (zie foto’s). Dit komt overeen met een ingeademde zuurstofconcentratie van twee derde van de normale zuurstofconcentratie aanwezig op zeeniveau. Deze proefpersonen werden voor en na hun verblijf uitvoerig onderlegd aan fysiologische testen, waarvan het nemen van een spierbiopt er een van was. Op deze spierbiopten hebben we analytische technieken toegepast om de enzymen markers te detecteren. Deze werden gekwantificeerd en vergeleken voor en na de periode op hoogte. Het sterke aan dit onderzoek is dat alle verstorende factoren zeer goed gecontroleerd werden. Zo moesten de proefpersonen net het zelfde eten en net evenveel sporten als de periode voor dat ze het hoogte hotel binnen gingen.
Onze hypothese was dat de markers in de spiercellen die zorgen voor spieropbouw minder tot expressie zouden komen na dit verblijf van twee weken op hoogte. Wat dan op lange termijn zou kunnen leiden tot verlies aan spiermassa.
Wat hebben we geleerd?
De gemiddelde resultaten geven aan dat er geen invloed is van langdurige hypoxie op de onderzochte enzymen markers. Je moet weten dat de te verwachten verschillen zeer klein zijn en dat er steeds veel variatie tussen de proefpersonen omwille van genetische, epi-genetische (ja zoek dat woord maar eens op) en omgevingsfactoren. Daarom zijn we nagegaan of er geen associaties zijn tussen de individuele waarden van de proefpersonen. En inderdaad, figuur 1 geeft aan dat er een duidelijke correlatie of associatie is tussen de verschillende enzymen die we gemeten hebben. Wanneer een marker stijgt in activatie, gaat de andere verminderen en vice versa. Dit kunnen we verwachten aangezien Adenosine Monophosphate-Activated Protein Kinase (AMPK) een blokkerende functie heeft op Ribosomal protein S6 kinase 1 (S6K1) (zie de legende van de figuur voor meer uitleg over de enzymen). We kunnen dus besluiten dat de moleculaire aanpassingen aan hoogte individueel bepaald zijn en dat er dus mogelijk ‘responders’ en ‘non-responders’ zijn. Je ziet het, de wetenschap staat niet stil en er zal nog veel onderzoek moeten gebeuren om een volledig idee te krijgen van welke invloed hypoxie heeft op onze spiercellen. Dat maakt het net zo interessant, niet?
Bibliografie
REFERENCE LIST
Arsham, A.M., Howell, J.J. & Simon, M.C. 2003. A novel hypoxia-inducible factor-independent hypoxic response regulating mammalian target of rapamycin and its targets. J Biol Chem 278, 29655-29660.
Baldi, S., Aquilani, R., Pinna, G.D., Poggi, P., De Martini, A. & Bruschi, C. 2010. Fat-free mass change after nutritional rehabilitation in weight losing COPD: role of insulin, C-reactive protein and tissue hypoxia. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis 5, 29-39.
Bodine, S.C., Latres, E., Baumhueter, S., Lai, V.K., Nunez, L., Clarke, B.A., Poueymirou, W.T., Panaro, F.J., Na, E., Dharmarajan, K., Pan, Z.Q., Valenzuela, D.M., DeChiara, T.M., Stitt, T.N., Yancopoulos, G.D. & Glass, D.J. 2001. Identification of ubiquitin ligases required for skeletal muscle atrophy. Science 294, 1704-1708.
Bodine, S.C., Stitt, T.N., Gonzales, M., Kline, W.O., Stover, G.L., Bauerlein, R., Zlotchenko, E., Scrimgeour, A., Lawrence, J.C., Glass, D.L. & Yancopoulos, G.D. 2001. Akt/mTOR pathway is a crucial regulator of skeletal muscle hypertrophy and can prevent muscle atrophy in vivo. Nat Cell Biol 3, 1014-1019.
Bonaldo, P. & Sandri, M. 2013. Cellular and molecular mechanisms of muscle atrophy. Dis Models Mech 6, 25-39.
Cam, H., Easton, J.B., High, A. & Houghton, P.J. 2010. mTORC1 signaling under hypoxic conditions is controlled by ATM-dependent phosphorylation of HIF-1alpha. Mol Cell 40, 509-520.
Chaillou, T., Koulmann, N., Simler, N., Meunier, A., Serrurier, B., Chapot, R., Peinnequin, A., Beaudry, M. & Bigard, X. 2012. Hypoxia transiently affects skeletal muscle hypertrophy in a functional overload model. Am J Physiol 302, R643-R654. 39
Chaudhary, P., Suryakumar, G., Prasad, R., Singh, S.N., Ali, S. & Ilavazhagan, G. 2012. Chronic hypobaric hypoxia mediated skeletal muscle atrophy: role of ubiquitin-proteasome pathway and calpains. Mol Cell Biochem 364, 101-113.
Deldicque, L. & Francaux, M. 2013. Acute versus chronic hypoxia: What are the consequences for skeletal muscle mass? Cell Mol Exerc Physiol 2(1), e5.
Desplanches D., Hoppeler H., Tuscher L., Mayet M.H. & Spielvogel H. 1996. Muscle tissue adaptations of high-altitude natives to training in chronic hypoxia or acute normoxia. J Appl Physiol 81, 1946-1951.
D'Hulst, G., Jamart, C., Van Thienen, R., Hespel, P., Francaux, M. & Deldicque, L. 2013. Effect of acute environmental hypoxia on protein metabolism in human skeletal muscle. Acta Physiol (Oxf) 208, 251-264.
Etheridge, T., Atherton, P.J., Wilkinson, D., Selby, A., Rankin, D., Webborn, N., Smith, K. & Watt, P.W. 2011. Effects of hypoxia on protein muscle protein synthesis and anabolic signaling at rest and in response to acute resistance exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 301, E697-E702.
Favier, F.B., Costes, F., Defour, A., Bonnefoy, R., Lefai, E., Bauge, S., Peinnequin, A., Benoit, H. & Freyssenet, D. 2010. Downregulation of Akt/mammalian target of rapamycin pathway in skeletal muscle is associated with increased REDD1 expression in response to chronic hypoxia. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 298, 1659-1666.
Garami, A., Zwartkruis, F.J.T., Nobukuni, T., Joaquin, M., Roccio, M., Stocker, H., Kozma, S.C., Hafen, E., Bos, J.L. & Thomas, G. 2003. Insulin activation of Rheb, a mediator of mTOR/S6K/4E-BP signaling, is inhibited by TSC1 and 2. Mol Cell 11, 1457-1466. 40
Garvey, J.F., Taylor, C.T. & McNicholas, W.T. 2009. Cardiovascular disease in obstructive sleep apnoea syndrome: the role of intermittent hypoxia and inflammation. Eur Respir J 33, 1195-1205.
Glass, D. 2010. Signaling pathways perturbing muscle mass. Curr Opin Clin Nutr Metab Care 13, 225-229.
Goll, D.E., Thompson, V.F., Taylor, R.G. & Ouali, A. 1998. The calpain system and skeletal muscle growth. Can J Anim Sci 78, 503-512.
Goll, D.E., Neti, G., Mares, S.W. & Thompson, V.F. 2008. Myofibrillar protein turnover: the proteasome and the calpains. Journal of animal science 86, E19-35.
Greer, S.N., Metcalf, J.L., Wang, Y. & Ohh, M. 2012. The updated biology of hypoxia-inducible factor. Embo J 31, 2448-2460.
Greenhaff, P.L., Karagounis, L.G., Peirce, N., Simpson, E.J., Hazell, M., Layfield, R., Wackerhage, H., Smith, K., Atherton, P., Selby, A. & Rennie, M.J. 2008. Disassociation between the effects of amino acids and insulin on signaling, ubiquitin ligases, and protein turnover in human muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab 295, E595-E604.
Grocott, M., Montgomery, H. & Vercueil, A. 2007. High-altitude physiology and pathophysiology: implications and relevance for intensive care medicine. Crit Care 11, 203.
Holm, L., Haslund, M.L., Robach, P., van Hall, G., Calbet, J.A.L., Saltin, B. & Lundby, C. 2010. Skeletal muscle myofibrillar and sarcoplasmic protein synthesis rates are affected differently by altitude-induced hypoxia in native lowlanders. PloS One 5, 12.
Hoppeler, H., Kleinert, E., Schlegel, C., Claassen, H., Howald, H., Kayar, S.R. & Cerretelli, P. 1990. Morphological adaptations of human skeletal muscle to chronic hypoxia. Int J Sports Med 11, S3-S9. 41
Inoki, K., Li, Y., Zhu, T., Wu, J. & Guan, K.L. 2002. TSC2 is phosphorylated and inhibited by Akt and suppresses mTOR signalling. Nature Cell Biol 4, 648-657.
Inoki, K., Li, Y., Xu, T. & Guan, K.L. 2003. Rheb GTPase is a direct target of TSC2 GAP activity and regulates mTOR signaling. Genes Dev 17, 1829-1834.
Jackman, R.W. & Kandarian, S.C. 2004. The molecular basis of skeletal muscle atrophy. Am J Physiol Cell Physiol 287, C834-C843.
Jankowska, E.A., Biel, B., Majda, J., Szklarska, A., Lopuszanska, M. & Medras, M. 2006. Anabolic deficiency in men with chronic heart failure: prevalence and detrimental impact on survival. Circulation 114, 1829-37.
Khosravi, M. & Grocott, M. 2009. Mountainside to bedside: reality or fiction? Expert Rev Resp Med 3, 557-560.
Koritzinsky, M., Magagnin, M.G., van den Beucken, T., Seigneuric, R., Savelkouls, K., Dostie, J., Pyronnet, S., Kaufman, R.J., Weppler, S.A., Voncken, J.W., Lambin, P., Koumenis, C., Sonenberg, N. & Wouters, B.G. 2006. Gene expression during acute and prolonged hypoxia is regulated by distinct mechanisms of translational control. Embo J 25, 1114-1125.
Koumenis, C. & Wouters, B.G. 2006a. "Translating" tumor hypoxia: unfolded protein response (UPR)-dependent and UPR-independent pathways. Mol Cancer Res 4, 423-436.
Koumenis, C. & Wouters, B.G. 2006b. "Translating" tumor hypoxia: unfolded protein response (UPR)-dependent and UPR-independent pathways. Mol Cancer Res 4, 423-436.
Laplante, M. & Sabatini, D.M. 2012. mTOR signaling in growth control and disease. Cell 149, 274-293. 42
Lecker, S.H., Goldberg, A.L. & Mitch, W.E. 2006 Protein degradation by the ubiquitin-proteasome pathway in normal and disease states. J Am Soc Nephrol 17, 1807-1819.
Lee, W.H., Kim, Y.W., Choi, J.H., Brooks, S.C. III, Lee, M.O. & Kim, S.G. 2009. Oltipraz and dithiolethione congeners inhibit hypoxia-inducible factor-1alpha activity through p70 ribosomal S6 kinase-1 inhibition and H2O2-scavenging effect. Mol Cancer Ther 8, 2791-2802.
Liu, L., Cash, T.P., Jones, R.G., Keith, B., Thompson, C.B. & Simon, M.C. 2006. Hypoxia-induced energy stress regulates mRNA translation and cell growth. Mol Cell 21, 521-531.
Loenneke, J.P., Wilson, J.M., Marin, P.J., Zourdos, M.C. & Bemben, M.G. 2012. Low intensity blood flow restriction training: a meta-analysis. Eur J Appl Physiol 112, 1849-1859.
MacDougall, J.D., Green, H.J., Sutton, J.R., Coates, G., Cymerman, A., Young, P. & Houston, C.S. 1991. Operation Everest II: structural adaptations in skeletal muscle in response to extreme simulated altitude. Acta Physiol Scand 142, 421-427.
Mahmood, T. & Yang P.C. 2012. Western blot: Technique, theory, and trouble shooting. North Am J Med Sci 4(9),429-34.
Mallinson, J.E. & Murton, A.J. 2013. Mechanisms responsible for disuse muscle atrophy: potential role of protein provision and exercise as countermeasures. Nutrition 29(1), 22-8.
Manning, B.D., Tee, A.R., Logsdon, M.N., Blenis, J. & Cantley, L.C. 2002. Identification of the tuberous sclerosis complex-2 tumor suppressor gene product tuberin as a target of the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway. Mol Cell 10, 151-162. 43
Masschelein, E., Van Thienen, R., D'Hulst, G., Hespel, P., Thomis, M., Deldicque, L. 2014. Acute environmental hypoxia induces LC3 lipidation in a genotype-dependent manner. FASEB Journal 28, 1022-1034.
McGee, S.L. & Hargreaves, M. 2010. AMPK-mediated regulation of transcription in skeletal muscle. Clin Sci (Lond) 118, 507-518.
Millet GP, Faiss R, Pialoux V. 2012. Last word on Point: Counterpoint: Hypobaric hypoxia induces different responses from normobaric hypoxia. J Appl Physiol 112(10):1795.
Mizuno, M., Savard, G.K., Areskog, N.H., Lundby, C. & Saltin, B. 2008. Skeletal muscle adaptations to prolonged exposure to extreme altitude: a role of physical activity? High Alt Med Biol 9, 311-317.
Murton, A.J., Constantin, D. & Greenhaff, P.L. 2008. The involvement of the ubiquitin proteasome system in human skeletal muscle remodeling and atrophy. Biochimica et Biophysica Acta 1782, 730-743.
Nishimura, A., Kato, K., Fukuda, A. & Uchida, A. 2010. Hypoxia increases muscle hypertrophy induced by resistance training. Int J Sports Physiol Perform 5(4), 497-508.
Phillips S.M., Glover, E.L. & Rennie, M.J. 2009. Alterations of protein turnover underlying disuse atrophy in human skeletal muscle. J Appl Physiol 107(3), 645-54.
Potter, C.J., Pedraza, L.G. & Xu, T. 2002. Akt regulates growth by directly phosphorylating Tsc2. Nature Cell Biol 4, 658-665.
Raguso, C.A., Guinot, S.L., Janssens, J.P., Kayser, B. & Pichard, C. 2004. Chronic hypoxia: common traits between chronic obstruc- tive pulmonary disease and altitude. Curr Opin Clin Nutr Metab Care 7, 411-417.
Sandri, M., Sandri, C., Gilbert, A., Skurk, C., Calabria, E., Picard, A., Walsh, K., Schiaffino, S., Lecker, S.H. & Goldberg, A.L. 2004. Foxo transcription factors induce the atrophy-related ubiquitin ligase atrogin-1 and cause skeletal muscle atrophy. Cell 117, 399-412. 44
Sandri, M. 2008. Signaling in muscle atrophy and hypertrophy. Physiology (Bethesda) 23, 160-170.
Schwarzer, R., Tondera, D., Arnold, W., Giese, K., Klippel, A. & Kaufmann, J. 2005. REDD1 integrates hypoxia-mediated survival signaling downstream of phosphatidylinositol 3-kinase. Oncogene 24, 1138-1149.
Scott, B.R., Slattery, K.M., Sculley, D.V. & Dascombe, B.J. 2014. Hypoxia and Resistance Exercise: A Comparison of Localized and Systemic Methods. Sports Med [Epub ahead of print].
Stitt, T.N., Drujan, D., Clarke, B.A., Panaro, F., Timofeyva, Y., Kline, W.O., Gonzalez, M., Yancopoulos, G.D. & Glass, D.J. 2004. The IGF-1/PI3K/Akt pathway prevents expression of muscle atrophy-induced ubiquitin ligases by inhibiting FOXO transcription factors. Mol Cell 14, 395-403.
Tanida, I. 2011. Autophagosome formation and molecular mechanism of autophagy. Antioxid Redox Signal 14, 2201-2214.
Tee, A.R., Manning, B.D., Roux, P.P., Cantley, L.C. & Blenis, J. 2003. Tuberous sclerosis complex gene products, Tuberin and Hamartin, control mTOR signaling by acting as a GTPase-activating protein complex toward Rheb. Curr Biol 13, 1259-1268.
Vigano, A., Ripamonti, M., Palma, S.D., Capitanio, D., Vasso, M., Wait, R., Lundby, C., Cerretelli, P. & Gelfi, C. 2008. Proteins modulation in human skeletal muscle in the early phase of adaptation to hypobaric hypoxia. Proteomics 8, 4668-4679.
Weigl, L.G. 2012. Lost in translation: Regulation of skeletal muscle protein synthesis. Curr Opin Pharmacol 12, 377-382.
Xiaoju, M.M. & Blenis, J. 2009. Molecular mechanism of mTOR-mediated translational control. Nat Rev Mol Cell Biol 10, 307-315. 45
Zhang, Y., Gao, X., Saucedo, L.J., Ru, B., Edgar, B.A. & Pan, D. 2003. Rheb is a direct target of the tuberous sclerosis tumour suppressor proteins. Nature Cell Biol 5, 578-581.
Zoncu, R., Efeyan, A. & Sabatini, D.M. 2011. mTOR: From growth signal integration to cancer, diabetes and ageing. Nat Rev Mol Cell Biol 12, 21-35.
