Applied Conservation Genomics of Military macaws (Ara militaris)

Marianne Dehasque
De soldatenara wordt historisch gezien onderverdeeld in drie verschillende ondersoorten op basis van verspreiding. Ondanks dat de soort bedreigd is, is deze onderverdeling nooit bevestigd. In deze scriptie werd de taxonomie van de soldatenara opgehelderd door genetisch materiaal afkomstig van museumstalen te onderzoeken.

De ene groene papegaai is de andere niet

Zo’n 29 jaar geleden arriveerden ze in de Zoo van Antwerpen: een vracht van 49 in beslag genomen soldatenara’s uit Mexico. Althans, dat is iets waar men vaak van uitgaat. Maar komen de vogels wel degelijk uit Mexico? Of zijn ze misschien toch van Boliviaanse bodem afkomstig? Op het eerste zicht lijkt dit misschien een triviale vraag, maar voor conservatie- en kweekprogramma’s is ze van cruciaal belang. Tot op heden bestond er geen enkele manier om de oorsprong van de vogels met zekerheid te achterhalen - ze lijken namelijk best wel hard op elkaar - tot genetici met een mogelijke oplossing op de proppen kwamen…

 

De soldatenara

De soldatenara is een grote, overwegend groen gekleurde papegaaiensoort. De soort kent een groot, maar versnipperd verspreidingsgebied, reikende van Mexico tot Argentinië, en is vreemd genoeg volledig afwezig in Centraal-Amerika. De soldatenara wordt op basis van verspreidingsgebied verder onderverdeeld in drie ondersoorten: de Mexicaanse soldatenara, die in Mexico leeft, de Boliviaanse soldatenara, die in Bolivia en Argentinië voorkomt en de gewone soldatenara, die tussen de twee andere ondersoorten teruggevonden wordt. Op basis van hun uiterlijk zijn de drie ondersoorten echter nauwelijks van elkaar te onderscheiden – zelfs een geoefend taxonoom kan ze met moeite uit elkaar houden - en er bestaat dan ook enige discussie over het feit of de huidige onderverdeling taxonomisch wel helemaal juist is.

 

Nochtans is er dringend nood aan meer informatie. Soldatenara’s gaan in het wild al enkele jaren sterk achteruit door illegale vangst voor huisdierhandel en door verlies aan geschikt habitat. Om de soort te behoeden voor uitsterven zijn conservatieprogramma’s, waaronder ook de kweek van dieren in gevangenschap, dringend aan de orde.  Maar vooraleer er ook maar sprake kan zijn van een kweekprogramma, is een accurate identificatie van de verschillende ondersoorten – als ze al zouden bestaan – absoluut noodzakelijk. Het kruisen van verschillende (onder)soorten in gevangenschap is namelijk iets dat zoveel mogelijk vermeden wordt. Niet alleen om de integriteit van de soorten te bewaren, maar ook om er zeker van te zijn dat specifieke lokale aanpassingen (‘adaptaties’) niet verloren zouden gaan.

 

In deze scriptie wordt dan ook naar het antwoord op niet één, maar twee vragen gezocht: wat is nu juist de relatie tussen de voorgestelde ondersoorten en is er, met het oog op kweekprogramma’s, een manier om met 100% zekerheid de oorsprong van vogels in gevangenschap te bepalen?

 

DNA, een (oude) schat aan informatie

Naast uiterlijke kenmerken, is het tegenwoordig gelukkig ook mogelijk om soorten te identificeren aan de hand van hun uniek DNA-profiel. Sterker nog, door DNA van twee soorten te vergelijken kan hun onderlinge relatie bepaald worden: hoe groter de gelijkenis tussen de DNA-sequenties, hoe nauwer verwant de soorten. In het wild stalen van soldatenara’s verzamelen is echter niet makkelijk. De verschillende ondersoorten leven enkele duizenden kilometers uit elkaar en de vogels zijn, juist omdat ze bedreigd worden, sowieso al niet makkelijk om terug te vinden. Het gebruik van museumstalen lijkt dan ook een waardig alternatief.

 

Maar ook hier stuiten we op een probleem. DNA uit museumstalen isoleren en analyseren is niet vanzelfsprekend. Het DNA afkomstig uit zo’n oud materiaal is vaak sterk beschadigd en de bacteriële contaminatie is enorm. Het bestuderen van dergelijk ‘oud-DNA’ is dan ook pas recent interessant geworden dankzij de intrede van nieuwe revolutionaire DNA-technieken waarmee met grotere precisie en gevoeligheid dan ooit tevoren gewerkt kan worden. En zelfs dan nog blijft het een heuse uitdaging.

 

Omdat het voorlopig nog erg moeilijk en kostelijk is om volledige DNA-sequenties te decoderen (hoewel dit al voor enkele soorten zoals de mens gedaan is), concentreerden we ons in dit onderzoek op slechts een klein deel van het DNA, het mitochondriaal DNA. De mitochondriën vormen de zogenaamde energiefabriekjes van iedere cel. Om het mitochondriaal DNA in de museumstalen te scheiden van het overige DNA, gebruikten we een techniek die DNA-hybridisatie heet. Simpelweg komt het erop neer dat twee DNA-strengen van verschillende oorsprong aan elkaar binden en zo een hybride dubbele DNA-helix vormen. Analoog aan dit principe werd mitochondriaal DNA van levende soldatenara’s gebruikt om het mitochondriaal oud-DNA als het ware weg te vissen uit de totale DNA poel van de museumstalen. Het ‘gevangen’ oud-DNA werd vervolgens gedecodeerd en geanalyseerd. Hoewel deze methode verrassend eenvoudig lijkt, heeft de optimalisatie ervan, en het voorbereiden van de stalen, maar liefst drie jaar in beslag genomen.

 

Resultaten en toekomst

Uiteindelijk zijn we erin geslaagd om maar liefst 40 DNA-sequenties van museumstalen volledig te decoderen. Door deze vervolgens met elkaar te vergelijken hebben we de verwantschappen van verschillende populaties eindelijk in kaart kunnen brengen. En wat blijkt? Er bestaat inderdaad een duidelijk verschil tussen de soldatenara’s van Mexico enerzijds en die van Zuid-Amerika anderzijds.  Ook tussen de soldatenara’s in het noorden van Zuid-Amerika en die van Argentinië zien we een verschil, hoewel minder duidelijk, en in de grensgebieden komen beide zogenaamde ondersoorten (i.e. de gewone soldatenara en de Boliviaanse soldatenara) zelfs samen voor. We kunnen ons hier dan ook terecht afvragen of we niet beter gewoon over de Zuid-Amerikaanse soldatenara zouden spreken?

 

Desalniettemin weten we nu eindelijk hoe het DNA-profiel van een typische Mexicaanse of Zuid-Amerikaanse soldatenara er zou moeten uitzien. Door het DNA van de gevangen soldatenara’s hiermee te vergelijken – hetgeen stukken makkelijker en sneller gaat dan bij museumstalen – kunnen we nu ook met zekerheid hun identiteit bepalen. Dit opent vele deuren en laat ons zelfs toe om in de toekomst internationale kweekprogramma’s op te starten, waarbij we onze Mexicaanse en Zuid-Amerikaanse ara’s mooi gescheiden houden.

Bibliografie

Allendorf, F. W., Leary, R. F., Spruell, P. and Wenburg, J. K. (2001). The problems with hybrids: setting conservation. TRENDS in Ecology & Evolution 16, 613-622.

Avise, J. C. (2009). Phylogeography: retrospect and prospect. Journal of Biogeography 36, 3-15.

Bacon, C. D., Silvestro, D., Jaramillo, C., Smith, B. T., Chakrabarty, P. and Antonelli, A. (2015). Biological evidence supports an early and complex emergence of the Isthmus of Panama. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 112, 6110-6115.

Baker, P. A., Fritz, S. C., Dick, C. W., Eckert, A. J., Horton, B. K., Manzoni, S., Ribas, C. C., Garzione, C. N. and Battisti, D. S. (2014). The emerging field of geogenomics: Constraining geological problems with genetic data. Earth-Sci. Rev. 135, 38-47.

Bantock, T. M., Prys-Jones, R. P. and Lee, P. L. (2008). New and improved molecular sexing methods for museum bird specimens. Molecular Ecology Resources 8, 519-528.

Barber, B. and Klicka, J. (2010). Two pulses of diversification across the Isthmus of Tehuantepec in a montane Mexican bird fauna. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences, rspb20100343.

Birdlife International and NatureServe (2014). Bird Species Distribution Maps of the World. 2013. Ara militaris. The IUCN Red List of Threatened Species. Version 2015-4.

Birdlife International and NatureServe (2014). Bird Species Distribution Maps of the World. 2013. Ara ambiguus. The IUCN Red List of Threatened Species. Version 2015-4.

Bofkin, L. and Goldman, N. (2007). Variation in evolutionary processes at different codon positions. Mol. Biol. Evol. 24, 513-521.

Bolger, A. M., Lohse, M. and Usadel, B. (2014). Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics 30, 2114-2120.

Briggs, A. W., Stenzel, U., Meyer, M., Krause, J., Kircher, M. and Paabo, S. (2010). Removal of deaminated cytosines and detection of in vivo methylation in ancient DNA. Nucleic Acids Research 38, e87-e87.

Briggs, A. W., Stenzel, U., Johnson, P. L., Green, R. E., Kelso, J., Prufer, K., Meyer, M., Krause, J., Ronan, M. T., Lachmann, M. et al. (2007). Patterns of damage in genomic DNA sequences from a Neandertal. Proc Natl Acad Sci U S A 104, 14616-14621.

Burrell, A. S., Disotell, T. R. and Bergey, C. M. (2015). The use of museum specimens with high-throughput DNA sequencers. J Hum Evol 79, 35-44.

Butchart, S. H. M., Walpole, M., Collen, B., van Strien, A., Scharlemann, J. P. W., Almond, R. E. A., Baillie, J. E. M., Bomhard, B., Brown, C., Bruno, J. et al. (2010). Global Biodiversity: Indicators of Recent Declines. Science 328, 1164-1168.

Clubb, K. and Clubb, J. (1991). The reintroductions of military macaws in Guatemala: An example of private aviculture’s role in avian conservation. PsittaScene 3, 2-3.

Collar, N. J. and Butchart, S. H. M. (2014). Conservation breeding and avian diversity: chances and challenges. International Zoo Yearbook 48, 7-28.

Crandall, K. A., Bininda-Emonds, O. R. P., Mace, G. M. and Wayne, R. K. (2000). Considering evolutionary processes in conservation biology. Trends in Ecology & Evolution 15, 290-295.

Degnan, J. H. and Rosenberg, N. A. (2009). Gene tree discordance, phylogenetic inference and the multispecies coalescent. Trends in Ecology & Evolution 24, 332-340.

Derveaux, E. (2014). Genetic Characterization of Military macaws. Leuven: KU Leuven.

Dowling, T. E. and Secor, C. L. (1997). The role of hybridization and introgression in the diversification of animals. Annual Review of Ecology and Systematics 28, 593-619.

Eberhard, J. R. and Wright, T. F. (2016). Rearrangement and evolution of mitochondrial genomes in parrots. Mol. Phylogenet. Evol. 94, 34-46.

Eberhard, J. R., Inigo-Elias, E. E., Enkerlin-Hoeflich, E. and Cun, E. P. (2015). Phylogeography of the Military Macaw (Ara militaris) and the Great Green Macaw (A. ambiguus) Based on MTDNA Sequence Data. Wilson J. Ornithol. 127, 661-669.

Ewing, B. and Green, P. (1998). Base-calling of automated sequencer traces using phred. II. Error probabilities. Genome Res. 8, 186-194.

Fišer Pečnikar, Ž. and Buzan, E. V. (2014). 20 years since the introduction of DNA barcoding: from theory to application. Journal of Applied Genetics 55, 43-52.

Fjeldsa, J., Krabbe, N. and Ridgely, R. S. (1987). Great Green Macaw Ara-Ambigua Collected in Northwest Ecuador with Taxonomic Comments on Ara-Militaris. Bulletin of the Britisch Ornithologists' Club 107, 28-31.

Frankham, R., Ballou, J. D. and Briscoe, D. A. (2010). Introduction to Conservation Genetics: Cambridge University Press.

Fridolfsson, A.-K., Cheng, H., Copeland, N. G., Jenkins, N. A., Liu, H.-C., Raudsepp, T., Woodage, T., Chowdhary, B., Halverson, J. and Ellegren, H. (1998). Evolution of the avian sex chromosomes from an ancestral pair of autosomes. Proceedings of the National Academy of Sciences 95, 8147-8152.

Fuller, C. W., Middendorf, L. R., Benner, S. A., Church, G. M., Harris, T., Huang, X. H., Jovanovich, S. B., Nelson, J. R., Schloss, J. A., Schwartz, D. C. et al. (2009). The challenges of sequencing by synthesis. Nat. Biotechnol. 27, 1013-1023.

Grant, P. R. and Grant, B. R. (1992). Hybridization of Bird Species. Science 256, 193-197.

Green, R. E., Krause, J., Briggs, A. W., Maricic, T., Stenzel, U., Kircher, M., Patterson, N., Li, H., Zhai, W., Fritz, M. H.-Y. et al. (2010). A Draft Sequence of the Neandertal Genome. Science 328, 710-722.

Griffiths, R., Daan, S. and Dijkstra, C. (1996). Sex identification in birds using two CHD genes. Proceedings of the Royal Society London 263, 1251-1256.

Griffiths, R., Double, M. C., Orr, K. and Dawson, R. J. G. (1998). A DNA test to sex most birds. Molecular Ecology 7, 1071-1075.

Guschanski, K., Krause, J., Sawyer, S., Valente, L. M., Bailey, S., Finstermeier, K., Sabin, R., Gilissen, E., Sonet, G., Nagy, Z. T. et al. (2013). Next-Generation Museomics Disentangles One of the Largest Primate Radiations. Systematic Biology 62, 539-554.

Gutierrez-Garcia, T. A. and Vazquez-Dominguez, E. (2013). Consensus between genes and stones in the biogeographic and evolutionary history of Central America. Quat. Res. 79, 311-324.

Haffer, J. (1969). Speciation in Amazonian Forest Birds. Science 165, 131-137.

Haus, T., Akom, E., Agwanda, B., Hofreiter, M., Roos, C. and Zinner, D. (2013). Mitochondrial Diversity and Distribution of African Green Monkeys (Chlorocebus Gray, 1870). Am. J. Primatol. 75, 350-360.

Hazkani-Covo, E., Zeller, R. M. and Martin, W. (2010). Molecular Poltergeists: Mitochondrial DNA Copies (numts) in Sequenced Nuclear Genomes. PLoS Genet. 6, 11.

Hebert, P. D. N., Cywinska, A., Ball, S. L. and deWaard, J. R. (2003). Biological identifications through DNA barcodes. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences 270, 313-321.

Higuchi, R., Bowman, B., Freiberger, M., Ryder, O. A. and Wilson, A. C. (1984). DNA sequences from the quagga, an extinct member of the horse family. Nature 312, 282-284.

Hoorn, C., Wesselingh, F. P., ter Steege, H., Bermudez, M. A., Mora, A., Sevink, J., Sanmartín, I., Sanchez-Meseguer, A., Anderson, C. L., Figueiredo, J. P. et al. (2010). Amazonia Through Time: Andean Uplift, Climate Change, Landscape Evolution, and Biodiversity. Science 330, 927-931.

Hori, T., Asakawa, S., Itoh, Y., Shimizu, N. and Mizuno, S. (2000). Wpkci, encoding an altered form of PKCI, is conserved widely on the avian W chromosome and expressed in early female embryos: Implication of its role in female sex determination. Molecular Biology of the Cell 11, 3645-3660.

Hvilsom, C., Frandsen, P., Borsting, C., Carlsen, F., Salle, B., Simonsen, B. T. and Siegismund, H. R. (2013). Understanding geographic origins and history of admixture among chimpanzees in European zoos, with implications for future breeding programmes. Heredity 110, 586-593.

Itoh, Y., Suzuki, M., Ogawa, A., Munechika, I., Murata, K. and Mizuno, S. (2001). Identification of the Sex of a Wide Range of Carinatae Birds by PCR Using Primer Sets Selected from Chicken EE0.6 and Its Related Sequences. American Genetic Association 92, 315-321.

Kearse, M., Moir, R., Wilson, A., Stones-Havas, S., Cheung, M., Sturrock, S., Buxton, S., Cooper, A., Markowitz, S., Duran, C. et al. (2012). Geneious Basic: an integrated and extendable destkop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics 28, 1647-1649.

Kim, K. C. and Byrne, L. B. (2006). Biodiversity loss and the taxonomic bottleneck: emerging biodiversity science. Ecol Res 21, 794-810.

Kircher, M. (2012). Analysis of High-Throughput Ancient DNA Sequencing Data. In Ancient DNA: Methods and Protocols,  eds. B. Shapiro and M. Hofreiter), pp. 197-228. Totowa, NJ: Humana Press.

Lanfear, R., Calcott, B., Ho, S. Y. W. and Guindon, S. (2012). PartitionFinder: Combined Selection of Partitioning Schemes and Substitution Models for Phylogenetic Analyses. Mol. Biol. Evol. 29, 1695-1701.

Lee, P. L. M. and Griffiths, R. (2003). Sexing errors among museum skins of a sexually monomorphic bird, the Moorhen Gallinula chloropus. Ibis 145, 695-698.

Lemmens, V. (2015). Genetic Characterization of Military macaw. Leuven: KU Leuven.

Li, H. and Durbin, R. (2009). Fast and accurate short read alignment with Burrows-Wheeler transform. Bioinformatics 25, 1754-1760.

Li, H., Handsaker, B., Wysoker, A., Fennell, T., Ruan, J., Homer, N., Marth, G., Abecasis, G., Durbin, R. and Subgroup, G. P. D. P. (2009). The Sequence Alignment/Map format and SAMtools. Bioinformatics 25, 2078-2079.

Li, M., Schroeder, R., Ko, A. and Stoneking, M. (2012). Fidelity of capture-enrichment for mtDNA genome sequencing: influence of NUMTs. Nucleic Acids Res 40, e137.

Li, M. H. and Merila, J. (2010). Sex-specific population structure, natural selection, and linkage disequilibrium in a wild bird population as revealed by genome-wide microsatellite analyses. Bmc Evolutionary Biology 10, 11.

Luo, S. J., Johnson, W. E., Martenson, J., Antunes, A., Martelli, P., Uphyrkina, O., Traylor-Holzer, K., Smith, J. L. D. and O'Brien, S. J. (2008). Subspecies genetic assignments of worldwide captive tigers increase conservation value of captive populations. Current Biology 18, 592-596.

Lyrholm, T., Leimar, O., Johanneson, B. and Gyllensten, U. (1999). Sex-biased dispersal in sperm whales: contrasting mitochondrial and nuclear genetic structure of global populations. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences 266, 347-354.

Madsen, T., Ujvari, B. and Olsson, M. (2004). Novel genes continue to enhance population growth in adders (Vipera berus). Biological Conservation 120, 145-147.

Mamanova, L., Coffey, A. J., Scott, C. E., Kozarewa, I., Turner, E. H., Kumar, A., Howard, E., Shendure, J. and Turner, D. J. (2010). Target-enrichment strategies for next-generation sequencing. Nat Methods 7, 111-118.

Maricic, T., Whitten, M. and Paabo, S. (2010). Multiplexed DNA sequence capture of mitochondrial genomes using PCR products. PLoS One 5, e14004.

Mason, V. C., Li, G., Helgen, K. M. and Murphy, W. J. (2011). Efficient cross-species capture hybridization and next-generation sequencing of mitochondrial genomes from noninvasively sampled museum specimens. Genome Res 21, 1695-1704.

Meyer, M. and Kircher, M. (2010). Illumina sequencing library preparation for highly multiplexed target capture and sequencing. Cold Spring Harb Protoc 2010, pdb prot5448.

Meyer, M., Stenzel, U., Myles, S., Prüfer, K. and Hofreiter, M. (2007). Targeted high-throughput sequencing of tagged nucleic acid samples. Nucleic Acids Research 35, e97.

Paabo, S. (1989). Ancient DNA - Extraction, Characterization, Molecular-cloning, and Enzymatic Amplification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 86, 1939-1943.

Pääbo, S., Poinar, H., Serre, D., Jaenicke-Després, V., Hebler, J., Rohland, N., Kuch, M., Krause, J., Vigilant, L. and Hofreiter, M. (2004). Genetic Analyses from Ancient DNA. Annual Review of Genetics 38, 645-679.

Paijmans, J. L. A., Gilbert, M. T. P. and Hofreiter, M. (2013). Mitogenomic analyses from ancient DNA. Mol. Phylogenet. Evol. 69, 404-416.

Parr, M. and Juniper, T. (2010). Parrots: A Guide to Parrots of the World: Bloomsbury Publishing.

Pereira, S. L. and Baker, A. J. (2004). Low number of mitochondrial pseudogenes in the chicken (Gallus gallus) nuclear genome: implications for molecular inference of population history and phylogenetics. Bmc Evolutionary Biology 4, 8.

Pimm, S. L., Dollar, L. and Bass, O. L. (2006). The genetic rescue of the Florida panther. Anim. Conserv. 9, 115-122.

Qu, H. Y., Ma, F. and Li, Q. W. (2008). Comparative analysis of mitochondrial fragments transferred to the nucleus in vertebrate. J. Genet. Genomics 35, 485-490.

Rambaut, A. (2014). FigTree version 1.4.2.

Rhymer, J. M. and Simberloff, D. (1996). Extinction by Hybridisation and Introgression. Annual Reviews of Ecology and Systematics 27, 83-109.

Robin, J. D., Ludlow, A. T., LaRanger, R., Wright, W. E. and Shay, J. W. (2016). Comparison of DNA Quantification Methods for Next Generation Sequencing. Scientific Reports 6, 10.

Rollins, L. A., Woolnough, A. P., Wilton, A. N., Sinclair, R. and Sherwin, W. B. (2009). Invasive species can't cover their tracks: using microsatellites to assist management of starling (Sturnus vulgaris) populations in Western Australia. Molecular Ecology 18, 1560-1573.

Ronquist, F., Teslenko, M., van der Mark, P., Ayres, D. L., Darling, A., Hohna, S., Larget, B., Liu, L., Suchard, M. A. and Huelsenbeck, J. P. (2012). MrBayes 3.2: Efficient Bayesian Phylogenetic Inference and Model Choice Across a Large Model Space. Systematic Biology 61, 539-542.

Schweizer, M., Hertwig, S. T. and Seehausen, O. (2014). Diversity versus disparity and the role of ecological opportunity in a continental bird radiation. Journal of Biogeography 41, 1301-1312.

Seabury, C. M., Dowd, S. E., Seabury, P. M., Raudsepp, T., Brightsmith, D. J., Liboriussen, P., Halley, Y., Fisher, C. A., Owens, E., Viswanathan, G. et al. (2013). A Multi-Platform Draft de novo Genome Assembly and Comparative Analysis for the Scarlet Macaw (Ara macao). Plos One 8, 20.

Sedlackova, T., Repiska, G., Celec, P., Szemes, T. and Minarik, G. (2013). Fragmentation of DNA affects the accuracy of the DNA quantitation by the commonly used methods. Biological Procedures Online 15, 5.

Sefc, K. M., Payne, R. B. and Sorenson, M. D. (2003). Microsatellite Amplification from Museum Feather Samples: Effects of Fragment Size and Template Concentration on Genotyping Errors. The Auk 120, 982.

Soltis, P. S. and Soltis, D. E. (2009). The Role of Hybridization in Plant Speciation. In Annual Review of Plant Biology, vol. 60, pp. 561-588. Palo Alto: Annual Reviews.

Springer, M. S., Signore, A. V., Paijmans, J. L., Velez-Juarbe, J., Domning, D. P., Bauer, C. E., He, K., Crerar, L., Campos, P. F., Murphy, W. J. et al. (2015). Interordinal gene capture, the phylogenetic position of Steller's sea cow based on molecular and morphological data, and the macroevolutionary history of Sirenia. Mol Phylogenet Evol 91, 178-193.

Stiller, M., Green, R. E., Ronan, M., Simons, J. F., Du, L., He, W., Egholm, M., Rothberg, J. M., Keates, S. G., Ovodov, N. D. et al. (2006). Patterns of nucleotide misincorporations during enzymatic amplification and direct large-scale sequencing of ancient DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences 103, 13578-13584.

The IUCN Red List of Threatened Species. Version 2015-4. <www.iucnredlist.org&gt;. Downloaded on 18 May 2016.

Urantowka, D. A. (2015). Complete mitochondrial genome of Military Macaw (Ara militaris): its comparison with mitogenomes of two other Ara species. Mitochondrial DNA Part A 27, 3374-3375.

Vucicevic, M., Stevanov-Pavlovic, M., Stevanovic, J., Bosnjak, J., Gajic, B., Aleksic, N. and Stanimirovic, Z. (2013). Sex determination in 58 bird species and evaluation of CHD gene as a universal molecular marker in bird sexing. Zoological Biology 32, 269-276.

Wang, N., Li, J., Liu, Y. and Zhang, Z. (2010). Improvement on molecular sex identification primers for Passeriform bird species. Chinese Birds 1, 65-69.

Weber, P., Ohlendorf, D., Wendoloski, J. and Salemme, F. (1989). Structural origins of high-affinity biotin binding to streptavidin. Science 243, 85-88.

Young, J., Watt, A., Nowicki, P., Alard, D., Clitherow, J., Henle, K., Johnson, R., Laczko, E., McCracken, D., Matouch, S. et al. (2005). Towards sustainable land use: identifying and managing the conflicts between human activities and biodiversity conservation in Europe. Biodiversity & Conservation 14, 1641-1661.

Ziegler, T., Hauswaldth, S. and Vences, M. (2015). The necessity of genetic screening for proper management of captive crocodile populations based on the examples of Crocodylus suchus and C. mindorensis. Journal of Zoo and Aquarium Research 3.

 

 

 

Universiteit of Hogeschool
Master in de Biologie: evolutie- en gedragsbiologie
Publicatiejaar
2016
Promotor(en)
Philippe Helsen
Kernwoorden
Share this on: