Undercover op het gemaskerd bal van de designer drugs
Beeld je een balzaal in, vol met gemaskerde gasten. Stel je vervolgens voor dat sommige van die gasten drugs zijn. Beeld je daarna in dat jij een undercoveragent bent die deze ongenode gasten moet ontmaskeren. Echter, net wanneer je dacht een ongewenste gast te hebben gevonden, zijn de maskers veranderd. Welkom op het gemaskerd bal van de designer drugs…
Trek dit door naar de echte wereld. Hoewel cannabis nog steeds de meest gebruikte drug in Europa is, zien we wereldwijd een toenemend belang van levensgevaarlijke synthetische varianten van deze en andere drugs – de zogenaamde designer drugs. Deze drugs zijn voortdurend in ontwikkeling, om aan opsporing te ontkomen en de wetgeving te omzeilen. Of nog: dit zijn de ongenode gasten op ons gemaskerd bal, wiens maskers voortdurend veranderen…
Voor mijn eindwerk paste ik een nieuwe, aan de UGent ontwikkelde test toe om synthetische cannabinoïden op te sporen in authentieke patiëntenstalen. Uit de resultaten blijkt dat, op het einde van de avond - hoe goed de vermomming ook mag zijn - deze drugs toch kunnen worden ontmaskerd.
Designer drugs: de nieuwste ‘must-haves’ in de drugswereld?
Designer drugs zijn drugs die het effect van populaire drugs nabootsen, maar zich er structureel van onderscheiden. Ze worden gesynthetiseerd in clandestiene laboratoria en worden vaak op de markt gebracht als legal highs - ‘legal’ omdat hun uiteenlopende chemische structuren vaak (nog) niet in een wetgeving vervat zitten; ‘highs’ omdat ze dikwijls nog krachtiger (lees: gevaarlijker) zijn dan de drugs wiens effecten ze trachten na te bootsen.
Synthetische cannabismengsels, ook wel synthetische cannabinoïden genoemd, vormen een van de grootste groepen designer drugs. Ze werden oorspronkelijk op de drugsmarkt gepromoot als ‘Spice’, een kruidenmengsel met gelijkaardige effecten als cannabis. In 2008 ontdekten wetenschappers echter dat er niets ‘kruidig’ was aan dit mengsel: de effecten waren louter toe te schrijven aan het drenken in of besproeien van de kruiden met synthetische drugs die, buiten het veroorzaken van een gelijkaardig effect, niets met cannabis te maken hebben. De synthetische cannabinoïden die destijds ontdekt werden, kwamen al snel internationaal op lijsten van verboden middelen terecht. Wat volgde, wordt het best omschreven als een waar kat-en-muisspel tussen criminelen en autoriteiten: telkens (of zelfs nog vóór) een nieuwe Spice-variant werd ontdekt en vervolgens bij wet werd verboden op basis van chemische structuur, synthetiseerden en verkochten criminelen structureel lichtjes aangepaste cannabinoïden – cannabinoïden met een ander masker.
Meesters in vermommen – of toch niet?
De huidige opsporingstests voor designer drugs zijn gebaseerd op het herkennen van een specifiek masker of een specifieke chemische structuur. Veranderen de maskers, dan raak je het spoor bijster. Wetenschappers van het Laboratorium voor Toxicologie van de Faculteit Farmaceutische Wetenschappen aan de UGent gooiden het daarom recent over een andere boeg: in plaats van zich te richten op specifieke chemische structuren, maakten ze gebruik van een gloednieuw concept gebaseerd op het detecteren van het effect van drugs. Hoewel de intussen bijna 200 verschillende synthetische cannabinoïden zich structureel onderscheiden van cannabis en van elkaar, is er één zaak die ze gemeen hebben: hun gelijkaardige (cannabis-like) effect in het menselijk lichaam. Zodoende maakt het niet uit welk masker (welke structuur) ze hebben: via de nieuwe test vallen alle maskers af en toont elke gast zijn ware gelaat…
Het testprincipe
De cellen in ons lichaam reageren op geneesmiddelen en drugs door middel van zogenaamde receptoren. Deze receptoren zijn als het ware de ‘voelsprieten’ van onze cellen: indien ze geactiveerd worden door bijvoorbeeld (natuurlijke of synthetische) cannabinoïden, wordt een watervalsysteem in gang gezet dat uiteindelijk resulteert in de typische gebruikersroes. Voor hun opsporingstest wijzigden de Gentse wetenschappers cellen in het laboratorium dusdanig dat ze diezelfde menselijke receptoren voor cannabinoïden bevatten. Wanneer dan een (synthetisch) cannabinoïd, aanwezig in bloed- of urinestalen van een gebruiker, in contact komt met deze cellen, zullen hun cannabinoïdreceptoren deze drug aanvoelen. Vervolgens wordt een eiwit geactiveerd dat een chemisch signaal kan omzetten tot een lichtsignaal. Op basis van dit lichtsignaal vallen de maskers af: detectie gebeurt zonder dat voorafgaande kennis over de gebruikte cannabisvariant (kennis over het masker) vereist is.
Schematische voorstelling van het testprincipe voor de detectie van synthetische cannabinoïden.
De proef op de som: volledige gebruikerscohorte opgespoord
Deze masterthesis had als doel na te gaan hoe de test in de echte wereld zou presteren. Hiervoor werden zo’n 500 bloedstalen geanalyseerd, alle afkomstig van druggebruikers die werden opgenomen in de spoedgevallendienst van een ziekenhuis in het Verenigd Koninkrijk. Zonder voorkennis over het aantal synthetische cannabinoïdgebruikers, diende aan de hand van de nieuwe test hierover toch een uitspraak te gebeuren. De uitkomst van de door mij toegepaste test werd vergeleken met die van een klassieke, duurdere opsporingsprocedure. Het resultaat was spectaculair: elk staal waarin synthetische cannabinoïden aanwezig waren, deed de cellen van de test oplichten. Zodoende werden alle gebruikers succesvol geïdentificeerd met behulp van de nieuwe techniek, wat aangeeft dat de test heel gevoelig is. Slechts enkele druggebruikers die geen cannabinoïden hadden gebruikt, werden daar op basis van een (zwak) lichtsignaal toch van verdacht. De capaciteiten van bestaande tests in beschouwing nemend, was ook dit een buitengewoon goed resultaat: het betekent immers dat de test in heel belangrijke mate cannabinoïd-specifiek is. De techniek stelt ons dus in staat om met grote gevoeligheid én grote selectiviteit cannabinoïdactiviteit op te sporen in patiëntenstalen. Meer geavanceerde procedures blijven wel vereist om een definitieve identificatie van de drug te bekomen. De resultaten van deze thesis geven aan dat de nieuwe test een uitermate beloftevolle aanvulling is op de huidige opsporingstechnieken. In sommige gevallen zal ze zelfs (letterlijk) cannabinoïdgebruik aan het licht kunnen brengen waar andere tests dit mogelijk misten.
In de spotlights
De nieuwe opsporingstest voor synthetische cannabinoïden opent de deuren naar een toekomst waarin (designer) druggebruik efficiënter kan worden opgespoord. Dit is belangrijk om een ontradend effect te hebben met betrekking tot het gebruik van deze veelal gevaarlijke producten. De veelbelovende resultaten van dit internationaal bejubelde onderzoek wijzen alvast in de richting van een bijzonder heldere toekomst: eens de lichten aangaan, vallen de maskers immers af…
Bibliografie
1. United Nations Office on Drugs and Crime. Global Synthetic Drugs Assessment - Amphetamine-type stimulants and new psychoactive substances. UNODC; 2017.
2. United Nations Office on Drugs and Crime. Leaflet on New Psychoactive Substances (2018). UNODC; 2018.
3. European Monitoring Centre for Drugs and Drug Addiction, Eurojust. New Psychoactive Substances in Europe: Legislation and prosecution - current challenges and solutions. EMCDDA-Eurojust; 2016.
4. Baumeister D, Tojo LM, Tracy DK. Legal highs: staying on top of the flood of novel psychoactive substances. Ther Adv Psychopharmacol. 2015;5(2):97–132.
5. UK Parliament. Psychoactive Substances Act 2016. 2016.
6. Belgisch Staatsblad. Koninklijk Besluit houdende regeling van verdovende middelen, psychotrope stoffen (Federale overheidsdienst Volksgezondheid, Veiligheid van de voedselketen en leefmilieu). 2017.
7. Huestis M, Tyndale R. Designer Drugs 2.0. Clin Pharmacol Ther. 2017;101(2):152–7.
8. Cannaert A, Franz F, Auwärter V, Stove CP. Activity-Based Detection of Consumption of Synthetic Cannabinoids in Authentic Urine Samples Using a Stable Cannabinoid Reporter System. Anal Chem. 2017;89(17):9527–36.
9. United Nations Office on Drugs and Crime. Poster on New Psychoactive Substances by effect group (2018). UNODC; 2018.
10. Smith PR, Morley SR. New Psychoactive Substances. In: Rutty GN, editor. Essentials of Autopsy Practice. Cham: Springer International Publishing. 2017;59–85.
11. Wadsworth E, Drummond C, Deluca P. The adherence to UK legislation by online shops selling new psychoactive substances. Drugs Educ Prev Policy. 2018;25(1):97–100.
12. Smith JP, Sutcliffe OB, Banks CE. An overview of recent developments in the analytical detection of new psychoactive substances (NPSs). The Analyst. 2015;140(15):4932–48.
13. European Monitoring Centre for Drugs and Drug Addiction. Synthetic cannabinoids in Europe (Perspectives on Drugs). EMCDDA; 2017.
14. Chatwin C, Measham F, O’Brien K, Sumnall H. New drugs, new directions? Research priorities for new psychoactive substances and human enhancement drugs. Int J Drug Policy. 2017;40:1–5.
15. Hermanns-Clausen M, Kneisel S, Szabo B, Auwärter V. Acute toxicity due to the confirmed consumption of synthetic cannabinoids: clinical and laboratory findings. Addiction. 2013;108(3):534–44.
16. Monte AA, Calello DP, Gerona RR, Hamad E, Campleman SL, Brent J, et al. Characteristics and Treatment of Patients with Clinical Illness Due to Synthetic Cannabinoid Inhalation Reported by Medical Toxicologists: A ToxIC Database Study. J Med Toxicol. 2017;13(2):146–52.
17. Kevin RC. The Psychopharmacology of Novel Synthetic Cannabinoids. School of Psychology, Faculty of Science, The University of Sydney; 2017.
18. Ford BM, Tai S, Fantegrossi WE, Prather PL. Synthetic Pot: Not Your Grandfather’s Marijuana. Trends Pharmacol Sci. 2017;38(3):257–76.
19. Picone RP, Kendall DA. Minireview: From the Bench, Toward the Clinic: Therapeutic Opportunities for Cannabinoid Receptor Modulation. Mol Endocrinol. 2015;29(6):801–13.
20. Alger BE. Getting High on the Endocannabinoid System. Cerebrum Dana Forum Brain Sci. 2013;2013:14.
21. Castaneto MS, Gorelick DA, Desrosiers NA, Hartman RL, Pirard S, Huestis MA. Synthetic cannabinoids: Epidemiology, pharmacodynamics, and clinical implications. Drug Alcohol Depend. 2014;144:12–41.
22. Sanchez Hervas E. Synthetic cannabinoids: characteristics, use and clinical implications. Arch Psychiatry Psychother. 2017;19(2):42–8.
23. Debruyne D, Le Boisselier R. Emerging drugs of abuse: current perspectives on synthetic cannabinoids. Subst Abuse Rehabil. 2015;113.
24. Adams AJ, Banister SD, Irizarry L, Trecki J, Schwartz M, Gerona R. “Zombie” Outbreak Caused by the Synthetic Cannabinoid AMB-FUBINACA in New York. N Engl J Med. 2017;376(3):235–42.
25. Auwärter V, Dresen S, Weinmann W, Müller M, Pütz M, Ferreirós N. ‘Spice’ and other herbal blends: harmless incense or cannabinoid designer drugs? J Mass Spectrom. 2009;44(5):832–7.
26. European Monitoring Centre for Drugs and Drug Addiction. High-risk drug use and new psychoactive substances (Rapid communication). EMCDDA; 2017.
27. Howlett AC, Barth F, Bonner TI, Cabral G, Casellas P, Devane WA, et al. International Union of Pharmacology. XXVII. Classification of Cannabinoid Receptors. Pharmacol Rev. 2002;54(2):161.
28. Reggio PH. Endocannabinoid Binding to the Cannabinoid Receptors: What Is Known and What Remains Unknown. Curr Med Chem. 2010;17(14):1468–86.
29. Aizpurua-Olaizola O, Elezgarai I, Rico-Barrio I, Zarandona I, Etxebarria N, Usobiaga A. Targeting the endocannabinoid system: future therapeutic strategies. Drug Discov Today. 2017;22(1):105–10.
30. Cannaert A, Storme J, Franz F, Auwärter V, Stove CP. Detection and Activity Profiling of Synthetic Cannabinoids and Their Metabolites with a Newly Developed Bioassay. Anal Chem. 2016;88(23):11476–85.
31. Kovoor A, Celver J, Abdryashitov RI, Chavkin C, Gurevich VV. Targeted Construction of Phosphorylation-independent β-Arrestin Mutants with Constitutive Activity in Cells. J Biol Chem. 1999;274(11):6831–4.
32. Krupnick JG, Goodman OB, Keen JH, Benovic JL. Arrestin/Clathrin Interaction: Localization of the clathrin binding domain of nonvisual arrestins to the carboxyl terminus. J Biol Chem. 1997;272(23):15011–6.
33. Howlett AC, Blume LC, Dalton GD. CB(1) Cannabinoid Receptors and their Associated Proteins. Curr Med Chem. 2010;17(14):1382–93.
34. Atwood BK, Wager-Miller J, Haskins C, Straiker A, Mackie K. Functional Selectivity in CB2 Cannabinoid Receptor Signaling and Regulation: Implications for the Therapeutic Potential of CB2 Ligands. Mol Pharmacol. 2012;81(2):250–63.
35. Di Marzo V, Melck D, Bisogno T, De Petrocellis L. Endocannabinoids: endogenous cannabinoid receptor ligands with neuromodulatory action. Trends Neurosci. 1998;21(12):521–8.
36. Zhang J, Hoffert C, Vu HK, Groblewski T, Ahmad S, O’Donnell D. Induction of CB2 receptor expression in the rat spinal cord of neuropathic but not inflammatory chronic pain models: CB2 and nerve injury. Eur J Neurosci. 2003;17(12):2750–4.
37. Wotherspoon G, Fox A, McIntyre P, Colley S, Bevan S, Winter J. Peripheral nerve injury induces cannabinoid receptor 2 protein expression in rat sensory neurons. Neuroscience. 2005;135(1):235–45.
38. Yiangou Y, Facer P, Durrenberger P, Chessell IP, Naylor A, Bountra C, et al. COX-2, CB2 and P2X7-immunoreactivities are increased in activated microglial cells/macrophages of multiple sclerosis and amyotrophic lateral sclerosis spinal cord. BMC Neurol. 2006;6(1).
39. Stuart JM. The Pharmacology of Novel Illicit Synthetic Cannabinoids. Macquarie University; 2015.
40. Hess C, Schoeder CT, Pillaiyar T, Madea B, Müller CE. Pharmacological evaluation of synthetic cannabinoids identified as constituents of spice. Forensic Toxicol. 2016;34(2):329–43.
41. Worst TJ, Sprague JE. The “pharmacophore rule” and the “spices”. Forensic Toxicol. 2015 Jan;33(1):170–3.
42. Tait RJ, Caldicott D, Mountain D, Hill SL, Lenton S. A systematic review of adverse events arising from the use of synthetic cannabinoids and their associated treatment. Clin Toxicol. 2016;54(1):1–13.
43. Winstock A, Lynskey M, Borschmann R, Waldron J. Risk of emergency medical treatment following consumption of cannabis or synthetic cannabinoids in a large global sample. J Psychopharmacol (Oxf). 2015;29(6):698–703.
44. Banister SD, Stuart J, Kevin RC, Edington A, Longworth M, Wilkinson SM, et al. Effects of Bioisosteric Fluorine in Synthetic Cannabinoid Designer Drugs JWH-018, AM-2201, UR-144, XLR-11, PB-22, 5F-PB-22, APICA, and STS-135. ACS Chem Neurosci. 2015;6(8):1445–58.
45. Brents LK, Reichard EE, Zimmerman SM, Moran JH, Fantegrossi WE, Prather PL. Phase I hydroxylated metabolites of the K2 synthetic cannabinoid JWH-018 retain in vitro and in vivo cannabinoid 1 receptor affinity and activity. PloS One. 2011;6(7):e21917.
46. Brents LK, Gallus-Zawada A, Radominska-Pandya A, Vasiljevik T, Prisinzano TE, Fantegrossi WE, et al. Monohydroxylated metabolites of the K2 synthetic cannabinoid JWH-073 retain intermediate to high cannabinoid 1 receptor (CB1R) affinity and exhibit neutral antagonist to partial agonist activity. Biochem Pharmacol. 2012;83(7):952–61.
47. Rajasekaran M, Brents LK, Franks LN, Moran JH, Prather PL. Human metabolites of synthetic cannabinoids JWH-018 and JWH-073 bind with high affinity and act as potent agonists at cannabinoid type-2 receptors. Toxicol Appl Pharmacol. 2013;269(2):100–8.
48. Sam AH, Salem V, Ghatei MA. Rimonabant: From RIO to Ban. J Obes. 2011;2011:432607.
49. Favretto D, Pascali JP, Tagliaro F. New challenges and innovation in forensic toxicology: Focus on the “New Psychoactive Substances”. J Chromatogr A. 2013;1287:84–95.
50. Scippo M-L, Willemsen P, Danyi S, Helbo V, Muller M, Martial J, et al. Receptor-Based Screening Assays: New Perspectives in Anti-Doping Control. Chromatographia. 2004;59(S1):S23–7.
51. Roy P, Franks S, Read M, Huhtaniemi IT. Determination of androgen bioactivity in human serum samples using a recombinant cell based in vitro bioassay. J Steroid Biochem Mol Biol. 2006;101(1):68–77.
52. Pasin D, Cawley A, Bidny S, Fu S. Current applications of high-resolution mass spectrometry for the analysis of new psychoactive substances: a critical review. Anal Bioanal Chem. 2017;409(25):5821–36.
53. Cannaert A, Storme J, Hess C, Auwärter V, Wille SMR, Stove CP. Activity-Based Detection of Cannabinoids in Serum and Plasma Samples. Clin Chem. 2018;In press.
54. Cannaert A, Vandeputte M, Wille S, Stove CP. Looks don’t matter, it is what you do that counts: activity-based reporter assays as a new concept for abused substance screening in biological matrices. 2018;Manuscript in preparation.
55. Houtman CJ, Sterk SS, van de Heijning MPM, Brouwer A, Stephany RW, van der Burg B, et al. Detection of anabolic androgenic steroid abuse in doping control using mammalian reporter gene bioassays. Anal Chim Acta. 2009;637(1–2):247–58.
56. Cannaert A, Vasudevan L, Friscia M, Mohr ALA, Wille SMR, Stove CP. Activity-based concept to screen biological matrices for opiates and (synthetic) opioids. Clin Chem. 2018;In press.
57. Dixon AS, Schwinn MK, Hall MP, Zimmerman K, Otto P, Lubben TH, et al. NanoLuc Complementation Reporter Optimized for Accurate Measurement of Protein Interactions in Cells. ACS Chem Biol. 2016;11(2):400–8.
58. Goodman OB, Krupnick JG, Gurevich VV, Benovic JL, Keen JH. Arrestin/Clathrin Interaction: Localization of the arrestin binding locus to the clathrin terminal domain. J Biol Chem. 1997;272(23):15017–22.
59. Mcguinness D, Malikzay A, Visconti R, Lin K, Bayne M, Monsma F, et al. Characterizing Cannabinoid CB2Receptor Ligands Using DiscoveRx PathHunterTMβ-Arrestin Assay. J Biomol Screen. 2009;14(1):49–58.
60. Huffman JW, Szklennik PV, Almond A, Bushell K, Selley DE, He H, et al. 1-Pentyl-3-phenylacetylindoles, a new class of cannabimimetic indoles. Bioorg Med Chem Lett. 2005;15(18):4110–3.
61. Noppe H, Le Bizec B, Verheyden K, De Brabander HF. Novel analytical methods for the determination of steroid hormones in edible matrices. Anal Chim Acta. 2008;611(1):1–16.
62. Bovee TFH, Pikkemaat MG. Bioactivity-based screening of antibiotics and hormones. J Chromatogr A. 2009;1216(46):8035–50.
63. Campana C, Pezzi V, Rainey W. Cell-Based Assays for Screening Androgen Receptor Ligands. Semin Reprod Med. 2015;33(03):225–34.
64. Michelini E, Cevenini L, Mezzanotte L, Leskinen P, Virta M, Karp M, et al. A sensitive recombinant cell-based bioluminescent assay for detection of androgen-like compounds. Nat Protoc. 2008;3(12):1895–902.
65. Yuan X, Forman BM. Detection of designer steroids. Nucl Recept Signal. 2005;3.
66. Cooper ER. The use of bioassays to detect designer androgens in sports supplements. University of Technology Sydney; 2016.
67. Rahnema CD, Crosnoe LE, Kim ED. Designer steroids - over-the-counter supplements and their androgenic component: review of an increasing problem. Andrology. 2015;3(2):150–5.
68. World Anti-Doping Agency. Prohibited List. WADA; 2018.
69. Rijk JC. Hormonal effects of prohormones: novel approaches towards effect based screening in veterinary growth promoter control. Wageningen University; 2010.
70. Parr MK, Schänzer W. Detection of the misuse of steroids in doping control. J Steroid Biochem Mol Biol. 2010;121(3–5):528–37.
71. Pinel G, Weigel S, Antignac J-P, Mooney MH, Elliott C, Nielen MWF, et al. Targeted and untargeted profiling of biological fluids to screen for anabolic practices in cattle. TrAC Trends Anal Chem. 2010;29(11):1269–80.
72. Legler J, van den Brink CE, Brouwer A, Murk AJ, van der Saag PT, Vethaak AD, et al. Development of a stably transfected estrogen receptor-mediated luciferase reporter gene assay in the human T47D breast cancer cell line. Toxicol Sci Off J Soc Toxicol. 1999;48(1):55–66.
73. Nielen MWF, Bovee TFH, Heskamp HH, Lasaroms JJP, Sanders MB, Van Rhijn JA, et al. Screening for estrogen residues in calf urine: Comparison of a validated yeast estrogen bioassay and gas chromatography–tandem mass spectrometry. Food Addit Contam. 2006;23(11):1123–31.
74. Bovee TF., Helsdingen RJ., Koks PD, Kuiper HA, Hoogenboom RLA., Keijer J. Development of a rapid yeast estrogen bioassay, based on the expression of green fluorescent protein. Gene. 2004;325:187–200.
75. Bovee TFH, Heskamp HH, Hamers ARM, Hoogenboom RLAP, Nielen MWF. Validation of a rapid yeast estrogen bioassay, based on the expression of green fluorescent protein, for the screening of estrogenic activity in calf urine. Anal Chim Acta. 2005;529(1–2):57–64.
76. Cooper ER. The use of bioassays to detect designer androgens in sports supplements. University of Technology Sydney; 2016.
77. Cadwallader AB, Lim CS, Rollins DE, Botrè F. The androgen receptor and its use in biological assays: looking toward effect-based testing and its applications. J Anal Toxicol. 2011;35(9):594–607.
78. Nielen MWF, Bovee TFH, van Engelen MC, Rutgers P, Hamers ARM, van Rhijn JA, et al. Urine Testing for Designer Steroids by Liquid Chromatography with Androgen Bioassay Detection and Electrospray Quadrupole Time-of-Flight Mass Spectrometry Identification. Anal Chem. 2006;78(2):424–31.
79. Gaido KW, Leonard LS, Lovell S, Gould JC, Babaı̈ D, Portier CJ, et al. Evaluation of Chemicals with Endocrine Modulating Activity in a Yeast-Based Steroid Hormone Receptor Gene Transcription Assay. Toxicol Appl Pharmacol. 1997;143(1):205–12.
80. Zierau O, Lehmann S, Vollmer G, Schänzer W, Diel P. Detection of anabolic steroid abuse using a yeast transactivation system. Steroids. 2008;73(11):1143–7.
81. Wolf S, Diel P, Parr MK, Rataj F, Schänzer W, Vollmer G, et al. Long-term detection of methyltestosterone (ab-) use by a yeast transactivation system. Arch Toxicol. 2011;85(4):285–92.
82. Sohoni P, Sumpter JP. Several environmental oestrogens are also anti-androgens. J Endocrinol. 1998;158(3):327–39.
83. Michelini E, Leskinen P, Virta M, Karp M, Roda A. A new recombinant cell-based bioluminescent assay for sensitive androgen-like compound detection. Biosens Bioelectron. 2005;20(11):2261–7.
84. Michelini E, Magliulo M, Leskinen P, Virta M, Karp M, Roda A. Recombinant Cell-Based Bioluminescence Assay for Androgen Bioactivity Determination in Clinical Samples. Clin Chem. 2005;51(10):1995–8.
85. Cevenini L, Michelini E, D’Elia M, Guardigli M, Roda A. Dual-color bioluminescent bioreporter for forensic analysis: evidence of androgenic and anti-androgenic activity of illicit drugs. Anal Bioanal Chem. 2013;405(2–3):1035–45.
86. Ekström L, Cevenini L, Michelini E, Schulze J, Thörngren J-O, Belanger A, et al. Testosterone challenge and androgen receptor activity in relation to UGT2B17 genotypes. Eur J Clin Invest. 2013;43(3):248–55.
87. Bovee TFH, Bor G, Heskamp HH, Lasaroms JJP, Sanders MB, Nielen MWF. Validation and application of a yeast bioassay for screening androgenic activity in calf urine and feed. Anal Chim Acta. 2009;637(1–2):225–34.
88. Becue I. Development of an untargeted screening strategy for tracing steroid hormones. Universiteit Gent; 2012.
89. Wolf S, Rataj F, Zierau O, Ostermann K, Diel P, Parr MK, et al. A novel combined approach to detect androgenic activities with yeast based assays in Schizosaccharomyces pombe and Saccharomyces cerevisiae. Toxicol Lett. 2010;199(3):410–5.
90. Gerlach T, Knaust J, Kaiser C, Körner M, Hettwer K, Uhlig S, et al. Development and assessment of a novel Arxula adeninivorans androgen screen (A-YAS) assay and its application in analysis of cattle urine. Sci Total Environ. 2014;490:1073–81.
91. Burdge GC, Coldham NG, Dave M, Sauer MJ, Bleach ECL. Determination of oestrogen concentrations in bovine plasma by a recombinant oestrogen receptor-reporter gene yeast bioassay. Analyst. 1998;123(12):2585–8.
92. Klein KO, Baron J, Colli MJ, McDonnell DP, Cutler GB. Estrogen levels in childhood determined by an ultrasensitive recombinant cell bioassay. J Clin Invest. 1994;94(6):2475–80.
93. Divari S, De Maria R, Cannizzo FT, Spada F, Mulasso C, Bovee TFH, et al. A RIKILT yeast estrogen bioassay (REA) for estrogen residue detection in urine of calves experimentally treated with 17β-estradiol. Food Addit Contam. 2010;27(1):19–28.
94. Nielen MW, Van Bennekom EO, Heskamp HH, van Rhijn JA, Bovee TF, Hoogenboom LA. Bioassay-directed identification of estrogen residues in urine by liquid chromatography electrospray quadrupole time-of-flight mass spectrometry. Anal Chem. 2004;76(22):6600–8.
95. Chamas A, Pham HTM, Jähne M, Hettwer K, Uhlig S, Simon K, et al. Simultaneous detection of three sex steroid hormone classes using a novel yeast‐based biosensor. Biotechnol Bioeng. 2017;114(7):1539–49.
96. Schumacher SB, Van den hauwe O, Van Peteghem CH, Naegeli H. Development of a dual luciferase reporter screening assay for the detection of synthetic glucocorticoids in animal tissues. The Analyst. 2003;128(12):1406.
97. Blankvoort BMG, Aarts JMMJG, Schilt R, Geerdink P, Spenkelink B, Rodenburg RJT. Detection of hormonal anabolic compounds in calf urine and unverified growth-promoting preparations: application of the AR-LUX bioassay for screening and determination of androgenic activity. The Analyst. 2003;128(11):1373.
98. Sonneveld E. Development of Androgen- and Estrogen-Responsive Bioassays, Members of a Panel of Human Cell Line-Based Highly Selective Steroid-Responsive Bioassays. Toxicol Sci. 2004;83(1):136–48.
99. Raivio T, Tapanainen JS., Kimelius P, Jänne OA. Serum Androgen Bioactivity During 5α‐Dihydrotestosterone Treatment in Elderly Men. J Androl. 2013;23(6):919–21.
100. Bailey K, Yazdi T, Masharani U, Tyrrell B, Butch A, Schaufele F. Advantages and Limitations of Androgen Receptor-Based Methods for Detecting Anabolic Androgenic Steroid Abuse as Performance Enhancing Drugs. PLOS ONE. 2016;11(3):e0151860.
101. Raivio T, Palvimo JJ, Kannisto S, Voutilainen R, Jänne OA. Transactivation assay for determination of glucocorticoid bioactivity in human serum. J Clin Endocrinol Metab. 2002;87(8):3740–4.
102. Pitardi D, Cini B, Paleologo M, Brouwer A, Behnisch P, van der Linden S, et al. Effect-based detection of synthetic glucocorticoids in bovine urine. Food Addit Contam Part A. 2015;32(2):194–204.
103. Willemsen P, Scippo M-L, Maghuin-Rogister G, Martial JA, Muller M. Enhancement of steroid receptor-mediated transcription for the development of highly responsive bioassays. Anal Bioanal Chem. 2005;382(4):894–905.
104. Connolly L, Cai K, Van der Heiden E, Scippo M-L, Muller M, Tarbin J, et al. Detection of glucocorticoid bioactivity in bovine urine samples using a reporter gene assay. Anal Chim Acta. 2009;637(1–2):321–7.
105. Willemsen P, Scippo M-L, Maghuin-Rogister G, Martial JA, Muller M. Use of specific bioluminescent cell lines for the detection of steroid hormone (ant)agonists in meat producing animals. Anal Chim Acta. 2002;473(1–2):119–26.
106. Willemsen P, Scippo M-L, Kausel G, Figueroa J, Maghuin-Rogister G, Martial JA, et al. Use of reporter cell lines for detection of endocrine-disrupter activity. Anal Bioanal Chem. 2004;378(3):655–63.
107. Hess C, Murach J, Krueger L, Scharrenbroch L, Unger M, Madea B, et al. Simultaneous detection of 93 synthetic cannabinoids by liquid chromatography-tandem mass spectrometry and retrospective application to real forensic samples: Detection of 93 synthetic cannabinoids and retrospective analysis. Drug Test Anal. 2017;9(5):721–33.
108. Banister SD, Longworth M, Kevin R, Sachdev S, Santiago M, Stuart J, et al. Pharmacology of Valinate and tert-Leucinate Synthetic Cannabinoids 5F-AMBICA, 5F-AMB, 5F-ADB, AMB-FUBINACA, MDMB-FUBINACA, MDMB-CHMICA, and Their Analogues. ACS Chem Neurosci. 2016;7(9):1241–54.
109. Longworth M, Banister SD, Mack JBC, Glass M, Connor M, Kassiou M. The 2-alkyl-2H-indazole regioisomers of synthetic cannabinoids AB-CHMINACA, AB-FUBINACA, AB-PINACA, and 5F-AB-PINACA are possible manufacturing impurities with cannabimimetic activities. Forensic Toxicol. 2016;34(2):286–303.
110. Longworth M, Banister SD, Boyd R, Kevin RC, Connor M, McGregor IS, et al. Pharmacology of Cumyl-Carboxamide Synthetic Cannabinoid New Psychoactive Substances (NPS) CUMYL-BICA, CUMYL-PICA, CUMYL-5F-PICA, CUMYL-5F-PINACA, and Their Analogues. ACS Chem Neurosci. 2017;8(10):2159–67.
111. Teasdale G, Maas A, Lecky F, Manley G, Stocchetti N, Murray G. The Glasgow Coma Scale at 40 years: standing the test of time. Lancet Neurol. 2014;13(8):844–54.
112. Teasdale G, Jennett B. Assessment of coma and impaired consciousness. The Lancet. 1974;304(7872):81–4.
113. Heyman E, Gamelin F-X, Goekint M, Piscitelli F, Roelands B, Leclair E, et al. Intense exercise increases circulating endocannabinoid and BDNF levels in humans—possible implications for reward and depression. Psychoneuroendocrinology. 2012;37(6):844–51.
114. Engeli S, Böhnke J, Feldpausch M, Gorzelniak K, Janke J, Bátkai S, et al. Activation of the peripheral endocannabinoid system in human obesity. Diabetes. 2005;54(10):2838–43.
115. De Marchi N, De Petrocellis L, Orlando P, Daniele F, Fezza F, Di Marzo V. Endocannabinoid signalling in the blood of patients with schizophrenia. Lipids Health Dis. 2003;2(1):5.
116. Franz F, Angerer V, Jechle H, Pegoro M, Ertl H, Weinfurtner G, et al. Immunoassay screening in urine for synthetic cannabinoids – an evaluation of the diagnostic efficiency. Clin Chem Lab Med CCLM. 2017;55(9):1375–84.
117. Trullols E, Ruisánchez I, Rius FX. Validation of qualitative analytical methods. TrAC Trends Anal Chem. 2004;23(2):137–45.
118. Advisory Council on the Misuse of Drugs (ACMD). Psychoactive Substances Act 2016: Forensic Strategy. 2016.
119. Dresen S, Kneisel S, Weinmann W, Zimmermann R, Auwärter V. Development and validation of a liquid chromatography-tandem mass spectrometry method for the quantitation of synthetic cannabinoids of the aminoalkylindole type and methanandamide in serum and its application to forensic samples. J Mass Spectrom. 2011;46(2):163–71.
120. Zimmermann US, Winkelmann PR, Pilhatsch M, Nees JA, Spanagel R, Schulz K. Withdrawal Phenomena and Dependence Syndrome After the Consumption of „Spice Gold“. Dtsch Artzebl Int. 2009;106(27):464-67.
121. Delgado-Peraza F, Ahn KH, Nogueras-Ortiz C, Mungrue IN, Mackie K, Kendall DA, et al. Mechanisms of Biased -Arrestin-Mediated Signaling Downstream from the Cannabinoid 1 Receptor. Mol Pharmacol. 2016;89(6):618–29.
122. Rowley I. Party drugs and high-risk behaviour in Westminster: an assessment of the social, health and financial impacts in Westminster. 2014.
123. Abouchedid R, Hudson S, Thurtle N, Yamamoto T, Ho JH, Bailey G, et al. Analytical confirmation of synthetic cannabinoids in a cohort of 179 presentations with acute recreational drug toxicity to an Emergency Department in London, UK in the first half of 2015. Clin Toxicol. 2017;55(5):338–45.
124. Waugh J, Najafi J, Hawkins L, Hill SL, Eddleston M, Vale JA, et al. Epidemiology and clinical features of toxicity following recreational use of synthetic cannabinoid receptor agonists: a report from the United Kingdom National Poisons Information Service. Clin Toxicol. 2016;54(6):512–8.
125. Rowley E, Benson D, Tiffee A, Hockensmith A, Zeng H, Jones GN, et al. Clinical and financial implications of emergency department visits for synthetic marijuana. Am J Emerg Med. 2017;35(10):1506–9.
126. Angerer V, Jacobi S, Franz F, Auwärter V, Pietsch J. Three fatalities associated with the synthetic cannabinoids 5F-ADB, 5F-PB-22, and AB-CHMINACA. Forensic Sci Int. 2017;281:e9–15.
127. Angerer V, Franz F, Schwarze B, Moosmann B, Auwärter V. Reply to ‘Sudden Cardiac Death Following Use of the Synthetic Cannabinoid MDMB-CHMICA’. J Anal Toxicol. 2016;40(3):240–2.
128. Hermanns-Clausen M, Müller D, Kithinji J, Angerer V, Franz F, Eyer F, et al. Acute side effects after consumption of the new synthetic cannabinoids AB-CHMINACA and MDMB-CHMICA. Clin Toxicol. 2017;1–8.
129. Haden M, Archer JRH, Dargan PI, Wood DM. MDMB-CHMICA: Availability, Patterns of Use, and Toxicity Associated With This Novel Psychoactive Substance. Subst Use Misuse. 2017;52(2):223–32.
