Bouwen met bloedcellen
Geef een kind een grote doos blokken en binnen de kortste keren bouwt hij er torens, bruggen en treinen mee. Geef een wetenschapper een microscoop, een naald om bloed te prikken en wat eiwitten en hij kan er hetzelfde mee aanvangen. Voor fysici zijn rode bloedcellen namelijk de perfecte bouwblokken om treintjes en bruggen mee te maken.
Rode bloedcellen (RBC) zijn unieke, schijfvormige cellen in bloed. Onder invloed van bepaalde eiwitten in het bloedplasma kunnen de RBC samenklitten/aggregeren in lange treintjes, die we rouleaux noemen. In uitzonderlijke omstandigheden is het echter ook mogelijk dat deze rouleaux gaan vertakken en heuse netwerken vormen. Als zo'n netwerk zich kan vormen in een bloedvat heeft dat potentieel ernstige gevolgen.
In dit werk kijken we eerder welke structuren en 'bouwwerken' aggregerende cellen kunnen vormen bij verschillende concentraties RBC. Voor het eerst berichten we ook over de zogenaamde percolatienetwerken van cellen die we bij hoge RBC concentraties tegenkomen.
RBC-aggregatie als houtlijm
Iedereen heeft wel eens een wond gehad waar dan een korstje op verschijnt. Dat korstje bestaat onder meer uit een bloedprop waar RBC permanent aan elkaar worden vastgemaakt. Dit stollen van bloed (of coagulatie) is dus een onomkeerbaar proces omdat de gevormde prop nooit terug tot individuele cellen kan worden opgebroken. Vergelijk het met twee houtblokken die je aaneen wil vastmaken. Als je ze met vijzen vastmaakt, zullen ze permanent blijven vasthangen en krijg je ze niet uiteen zonder de structuur te breken.
Je kan er echter ook voor kiezen om een houtlijm te gebruiken. Smeer je weinig lijm tussen de blokken, dan zullen ze zwak gebonden zijn en kunnen ze makkelijk terug lossen. Als je veel lijm toevoegt zijn de blokken sterker gebonden. Daarnaast zijn de lijmlaagjes ook dikker waardoor ze eerder beginnen kleven wanneer je ze bijeenbrengt. Het blijft wel steeds mogelijk om de blokken met lijm terug te scheiden door genoeg kracht toe te voegen.
Voor rode bloedcellen werkt het proces van RBC-aggregatie gelijkaardig. Net als de houtlijm, zorgen bepaalde plasmaeiwitten ervoor dat de RBC tijdelijk aan elkaar worden gebonden. De sterkte van deze interactie hangt af van de hoeveelheid eiwitten die aanwezig is. In tegenstelling tot bloedstolling is deze aggregatie wel omkeerbaar. Als je genoeg kracht toevoegt (bijvoorbeeld je hart dat pompt), zullen de RBC van elkaar loskomen.
In de afbeelding hierboven is de invloed van de hoeveelheid plasma eiwitten voorgesteld. Met te weinig eiwitten (a) ga je moeilijk binden. Bij een ideale concentratie (b), heb je de meeste gebonden eiwitten en dus de sterkste aantrekking. Bij een teveel aan eiwitten (c) kan het zijn dat je twee naburige RBC niet meer kan binden met hetzelfde eiwit. Dit is ook nadelig voor de sterkte van de binding.
Alles begint bij de eerste steen
Twee aggregerende rode bloedcellen vormen een doublet. Daarna kunnen er zich meer en meer RBC bijvoegen tot een rouleau vormt. Deze treintjes van rode bloedcellen lijken veel op een rolletje munten.
Rouleau-vorming is afhankelijk van de concentratie RBC en de concentratie plasma eiwitten. Zijn er meer RBC aanwezig, dan is de kans dat ze elkaar tegenkomen groter en vorm je dus makkelijker langere treintjes. Als je meer houtblokken hebt kan je langere treintjes bouwen. Een hogere concentratie plasma eiwitten geeft een sterkere interactie tussen de RBC, of dus een sterkere ‘lijm’. Bij hoge concentraties RBC komen er steeds meer en langere rouleaux voor en vind je bijna geen ongebonden cellen meer. Door de aard van de interacties is het echter ook perfect mogelijk dat rouleaux onderling gaan aggregeren. Dat wil zeggen dat je rouleaux gaat vinden die samenklitten aan elkaar en zo dus vertakkingen vormen. Deze vertakkingen kunnen dan weer verder vertakken tot er zich heuse netwerken van RBC gaan vormen.
Op een bepaald ogenblik zal de RBC concentratie zo hoog zijn dat de netwerken de ganse ruimte gaan opspannen. In dat geval zijn alle wanden van het bloedstaal verbonden met elkaar door het netwerk van RBC. Je kan als het ware van eender welke wand naar een andere 'wandelen' via deze bruggen van cellen. Wanneer zo'n netwerk de ganse ruimte opspant, zegt men dat er percolatie optreedt. Percolerende netwerken zijn belangrijk aangezien ze de fysische en mechanische eigenschappen van het RBC-mengsel veranderen.
In volgende afbeelding is een netwerk van RBC te zien (grijs) dat zich bevind in een balkvormige ruimte. De blauwe, gele en rode lijnen duiden paden aan tussen tegenovergestelde wanden van de ruimte. Deze paden kan je bewandelen en tonen dus aan dat het RBC-netwerj de ruimte opspant.
Bij lage concentraties RBC bestaat het mengsel uit een hoop vloeistoffen met wat cellen in. Het gedraagt zich dan ook als een vloeistof wanneer je er kracht aan toevoegt. Bij percolatienetwerken verbinden de RBC-bruggen echter de wanden. Het ganse systeem is hierdoor veel sterker en gedraagt zich meer als een vaste stof. Zo wordt het veel moeilijker om het netwerk op te breken. Onder bepaalde omstandigheden (veel plasmaeiwitten, regio met traag vloeiend bloed...) is het mogelijk dat percolatie optreedt in het menselijk lichaam. Als het hart dan niet krachtig genoeg of te traag klopt om de netwerken op te breken krijg je obstructies. Potentieel is dit gevaarlijk bij patiënten die lang inactief gehospitaliseerd zijn en atleten met een lage hartslag.
Fluorescentie toont de microscopische wereld
In dit onderzoek maken we gebruik van fluorescentie microscopie om de bloedstalen te visualiseren. Daarbij wordt elke cel als het ware gekleurd met een speciale verflaag. Als we de cellen belichten met een laser, schijnt de verflaag een andere kleur licht terug. Dat licht wordt opgevangen en gebruikt om beelden van te maken. Die beelden gebruiken we om 3D-reconstructies te maken van de RBC-netwerken. Uit deze driedimensionale beelden kunnen we informatie over de structuur van de netwerken.
Met ons onderzoek leggen we de basis voor verder onderzoek naar percolatienetwerken van rode bloedcellen en de gevaren dat deze kunnen inhouden voor patiënten.
Bibliografie
[1] E. W. Merrill, G. C. Cokelet, A. Britten, and R. E. Wells, “Non-Newtonian rheology of human blood–effect of fibrinogen deduced by "subtraction".”, Circulation research 13, 48–55 (1963). [2] C. Picart, J.-M. Piau, H. Galliard, and P. Carpentier, “Human blood shear yield stress and its hematocrit dependence”, Journal of Rheology 42, 1–12 (1998). [3] R. Fåhraeus, “THE SUSPENSION STABILITY OF THE BLOOD”, Physiological Reviews 9, 241–274 (1929). [4] E. W. Merrill, E. R. Gilliland, T. S. Lee, and E. W. Salzman, “Blood rheology: effect of fibrinogen deduced by addition.”, Circulation research 18, 437–446 (1966). [5] S. Asakura and F. Oosawa, On interaction between two bodies immersed in a solution of macromolecules, Dec. 1954. [6] B. Neu and H. J. Meiselman, “Depletion-mediated red blood cell aggregation in polymer solutions”, Biophysical Journal 83, 2482–2490 (2002). [7] S. Chien and K. m. Jan, “Ultrastructural basis of the mechanism of rouleaux formation”, Microvascular Research 5, 155–166 (1973). [8] G. Yuan, J. Luo, C. C. Han, and Y. Liu, “Gelation transitions of colloidal systems with bridging attractions”, Physical Review E 94, 040601 (2016). [9] H. Tanaka, Y. Nishikawa, and T. Koyama, “Network-forming phase separation of colloidal suspensions”, Journal of Physics Condensed Matter 17, L143 (2005). [10] S. Chien, S. Simchon, R. E. Abbott, and K. M. Jan, “Surface adsorption of dextrans on human red cell membrane”, Journal of Colloid And Interface Science 62, 461– 470 (1977). [11] M. Naessens, A. Cerdobbel, W. Soetaert, and E. J. Vandamme, Leuconostoc dextransucrase and dextran: Production, properties and applications, Aug. 2005. [12] D. Guu, J. K. Dhont, G. A. Vliegenthart, and M. P. Lettinga, “Depletion induced clustering in mixtures of colloidal spheres and fd-virus”, Journal of Physics Condensed Matter 24, 464101 (2012). [13] Encyclopædia Britannica, Blood diagram. [14] O. Korculanin, “Disk-like Particles under Shear Flow Understanding the physics behind yielding of colloidal disks in the nematic phase and the mechanics of red blood cell (dis)aggregation”, PhD thesis (KU Leuven, Leuven, 2021). [15] T. R. Gregory, “The bigger the C-value, the larger the cell: Genome size and red blood cell size in vertebrates”, Blood Cells, Molecules, and Diseases 27, 830–843 (2001). [16] K. A. Brown, “Erythrocyte metabolism and enzyme defects”, Laboratory Medicine 27, 329–333 (1996). [17] M. D. Mager, V. Lapointe, and M. M. Stevens, “Exploring and exploiting chemistry at the cell surface”, Nature Chemistry 3, 582–589 (2011). [18] H. P. Fernandes, C. L. Cesar, and M. d. L. Barjas-Castro, “Electrical properties of the red blood cell membrane and immunohematological investigation”, Revista Brasileira de Hematologia e Hemoterapia 33, 297–301 (2011). [19] N. Unsain, F. D. Stefani, A. Cáceres, S. Halpain, C. Leterrier, A. Prokop, and P. E. Hotulainen, “The Actin/Spectrin Membrane-Associated Periodic Skeleton in Neurons”, 10.3389/fnsyn.2018.00010 (2018). [20] G. R. Lázaro, K. A. Melzak, J. L. Toca-Herrera, I. Pagonabarraga, and A. HernándezMachado, “Elastic energies and morphologies of the first stages of the discoechinocyte transition”, Soft Matter 9, 6430–6441 (2013). [21] A. S. Smith, R. B. Nowak, S. Zhou, M. Giannetto, D. S. Gokhin, J. Papoin, I. C. Ghiran, L. Blanc, J. Wan, and V. M. Fowler, “Myosin IIA interacts with the spectrin-actin membrane skeleton to control red blood cell membrane curvature and deformability”, Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 115, E4377–E4385 (2018). [22] B. J. Bain, Blood cells: a practical guide, 4th ed. (Blackwell Publishing, Oxford, 2007). [23] C. E. McLaren, G. M. Brittenham, and V. Hasselblad, “Statistical and graphical evaluation of erythrocyte volume distributions”, American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology 252, 10.1152/ajpheart.1987.252.4.h857 (1987). [24] B. Angelov and Ivailo M. Mladenov, On the Geometry of Red Blood Cell, tech. rep. (Institute of Biophysics and Biomedical Engineering, Bulgarian Academy of Sciences, Sofia, Jan. 2000), pp. 27–46. [25] Y. Kim, K. Kim, and Y. Park, “Measurement Techniques for Red Blood Cell Deformability: Recent Advances”, 10.5772/50698 (2012). [26] N. M. Geekiyanage, M. A. Balanant, E. Sauret, S. Saha, R. Flower, C. T. Lim, and Y. T. Gu, “A coarse-grained red blood cell membrane model to study stomatocytediscocyteechinocyte morphologies”, PLoS ONE 14, e0215447 (2019). [27] I. Mustafa, A. Al Marwani, K. Mamdouh Nasr, N. Abdulla Kano, and T. Hadwan, “Time Dependent Assessment of Morphological Changes: Leukodepleted Packed Red Blood Cells Stored in SAGM”, BioMed Research International 2016, 10 . 1155/2016/4529434 (2016). [28] C. Wagner, P. Steffen, and S. Svetina, Aggregation of red blood cells: From rouleaux to clot formation, June 2013. [29] S. R. Cho, Plasma cell leukemia with rouleaux formation involving: Neoplastic cells and RBC, Sept. 2011. [30] E. Giudice, V. Voeikov, A. Tedeschi, and G. Vitiello, The origin and the special role of coherent water in living systems, Vol. 37661 (May 2015), pp. 95–111. BIBLIOGRAPHY 83 [31] H. N. Lekkerkerker and R. Tuinier, Colloids and the Depletion Interaction, Vol. 833, Lecture Notes in Physics (Springer Netherlands, Dordrecht, 2011). [32] K. M. Jan and S. Chien, “Role of surface electric charge in red blood cell interactions”, Journal of General Physiology 61, 638–654 (1973). [33] S. Chien, L. A. Sung, S. Kim, A. M. Burke, and S. Usami, “Determination of aggregation force in rouleaux by fluid mechanical technique”, Microvascular Research 13, 327–333 (1977). [34] D. E. Brooks, J. W. Goodwin, and G. V. Seaman, “Interactions among erythrocytes under shear.”, Journal of applied physiology 28, 172–177 (1970). [35] D. E. Brooks and G. V. Seaman, “The effect of neutral polymers on the electrokinetic potential of cells and other charged particles. I. Models for the zeta potential increase”, Journal of Colloid And Interface Science 43, 670–686 (1973). [36] P. Bagchi, P. C. Johnson, and A. S. Popel, “Computational fluid dynamic simulation of aggregation of deformable cells in a shear flow”, Journal of Biomechanical Engineering 127, 1070–1080 (2005). [37] H. Schmid-Schönbein, P. Gaehtgens, and H. Hirsch, “On the shear rate dependence of red cell aggregation in vitro”, Journal of Clinical Investigation 47, 1447–1454 (1968). [38] O. Baskurt, B. Neu, and H. J. Meiselman, Red blood cell aggregation, 1st ed. (CRC Press, Boca Raton, June 2011), pp. 1–288. [39] J. Swenson, M. V. Smalley, and H. L. Hatharasinghe, “Mechanism and strength of polymer bridging flocculation”, Physical Review Letters 81, 5840–5843 (1998). [40] G. Barshtein, I. Tamir, and S. Yedgar, “Red blood cell rouleaux formation in dextran solution: Dependence on polymer conformation”, European Biophysics Journal 27, 177–181 (1998). [41] A. V. Vrij, “Polymers At Interfaces And The Interactions in Colloidal Dispersions”, Pure and Applied Chemistry 48, 471–483 (1976). [42] F. K. Lin-In-On, B. Vincent, and F. A. Waite, “STABILITY OF STERICALLY STABILIZED DISPERSIONS AT HIGH POLYMER CONCENTRATIONS.”, in Acs symposium series, 9 (1974), pp. 165–172. [43] B. Vincent, J. Edwards, S. Emmett, and A. Jones, “Depletion flocculation in dispersions of sterically-stabilised particles ("soft spheres")”, Colloids and Surfaces 18, 261–281 (1986). [44] A. Jones and B. Vincent, “Depletion flocculation in dispersions of sterically-stabilised particles 2. Modifications to theory and further studies”, Colloids and Surfaces 42, 113–138 (1989). [45] B. Vincent, “The calculation of depletion layer thickness as a function of bulk polymer concentration”, Colloids and Surfaces 50, 241–249 (1990). [46] S. Chien, “Electrochemical interactions between erythrocyte surfaces”, Thrombosis Research 8, 189–202 (1976). [47] H. Bäumler and E. Donath, “Does dextran indeed significantly increase the surface potential of human red blood cells?”, Studia Biophysica 120, 113–122 (1987).[48] H. Bäumler, E. Donath, A. Krabi, W. Knippel, A. Budde, and H. Kiesewetter, “Electrophoresis of human red blood cells and platelets. Evidence for depletion of dextran”, Biorheology 33, 333–351 (1996). [49] V. A. Parsegian and E. A. Evans, “Long and short range intermolecular and intercolloidal forces”, Current Opinion in Colloid and Interface Science 1, 53–60 (1996). [50] H. N. Lekkerkerker and R. Tuinier, “Depletion interaction”, Lecture Notes in Physics 833, 57–108 (2011). [51] E. Eisenriegler, “Universal density-force relations for polymers near a repulsive wall”, Physical Review E - Statistical Physics, Plasmas, Fluids, and Related Interdisciplinary Topics 55, 3116–3123 (1997). [52] Z. Dogic, K. R. Purdy, E. Grelet, M. Adams, and S. Fraden, “Isotropic-nematic phase transition in suspensions of filamentous virus and the neutral polymer Dextran”, Physical Review E - Statistical Physics, Plasmas, Fluids, and Related Interdisciplinary Topics 69, 9 (2004). [53] C. A. Haynes, R. A. Beynon, R. S. King, H. W. Blanch, and J. M. Prausnitz, “Thermodynamic properties of aqueous polymer solutions: poly(ethylene glycol)/dextran”, Journal of physical chemistry 93, 5612–5617 (1989). [54] K. Lee, M. Kinnunen, M. D. Khokhlova, E. V. Lyubin, A. V. Priezzhev, I. Meglinski, and A. A. Fedyanin, “Optical tweezers study of red blood cell aggregation and disaggregation in plasma and protein solutions”, Journal of Biomedical Optics 21, 035001 (2016). [55] C. E. HALL and H. S. SLAYTER, “The fibrinogen molecule: its size, shape, and mode of polymerization.”, The Journal of biophysical and biochemical cytology 5, 11–16 (1959). [56] D. A. Marvin and H. Hoffmann-Berling, “Physical and chemical properties of two new small bacteriophages”, Nature 197, 517–518 (1963). [57] K. H. Lin, J. C. Crocker, A. C. Zeri, and A. G. Yodh, “Colloidal interactions in suspensions of rods”, Physical Review Letters 87, 88301–1 (2001). [58] J. Opdam, M. P. Schelling, and R. Tuinier, “Phase behavior of binary hard-sphere mixtures: Free volume theory including reservoir hard-core interactions”, Journal of Chemical Physics 154, 74902 (2021). [59] G. A. Vliegenthart, A. Van Blaaderen, and H. N. Lekkerkerker, “Phase transitions, aggregation and crystallization in mixed suspensions of colloidal spheres and rods”, Faraday Discussions 112, 173–182 (1999). [60] J. Newman, H. L. Swinney, and L. A. Day, “Hydrodynamic properties and structure of fd virus”, Journal of Molecular Biology 116, 593–603 (1977). [61] J. Torbet, “Neutron scattering study of the solution structure of bacteriophages Pf1 and fd”, FEBS Letters 108, 61–65 (1979). [62] E. H. de Hoog, W. K. Kegel, A. van Blaaderen, and H. N. Lekkerkerker, “Direct observation of crystallization and aggregation in a phase-separating colloid-polymer suspension”, Physical Review E - Statistical Physics, Plasmas, Fluids, and Related Interdisciplinary Topics 64, 9 (2001). [63] H. N. Lekkerkerker and R. Tuinier, “Stability of colloid-polymer mixtures”, Lecture Notes in Physics 833, 131–175 (2011). [64] V. J. Anderson and H. N. W. Lekkerkerker, “Insights into phase transition kinetics from colloid science”, Nature 416, 811–815 (2002). [65] D. Kleshchanok, J. M. Meijer, A. V. Petukhov, G. Portale, and H. N. Lekkerkerker, “Attractive glass formation in aqueous mixtures of colloidal gibbsite platelets and silica spheres”, Soft Matter 7, 2832–2840 (2011). [66] F. Cardinaux, E. Zaccarelli, A. Stradner, S. Bucciarelli, B. Farago, S. U. Egelhaaf, F. Sciortino, and P. Schurtenberger, “Cluster-driven dynamical arrest in concentrated lysozyme solutions”, Journal of Physical Chemistry B 115, 7227–7237 (2011). [67] D. A. Weitz and M. Oliveria, “Fractal structures formed by kinetic aggregation of aqueous gold colloids”, Physical Review Letters 52, 1433–1436 (1984). [68] P. J. Flory, “Molecular Size Distribution in Three Dimensional Polymers. I. Gelation”, Journal of the American Chemical Society 63, 3083–3090 (1941). [69] M. Li, R. R. Liu, L. Lü, M. B. Hu, S. Xu, and Y. C. Zhang, “Percolation on complex networks: Theory and application”, Physics Reports 907, 1–68 (2021). [70] K. A. Whitaker, Z. Varga, L. C. Hsiao, M. J. Solomon, J. W. Swan, and E. M. Furst, “Colloidal gel elasticity arises from the packing of locally glassy clusters”, Nature Communications 10, 1–8 (2019). [71] D. Bonn and M. M. Denn, “Yield stress fluids slowly yield to analysis”, Science 324, 1401–1402 (2009). [72] E. C. Bingham, “An investigation of the laws of plastic flow”, Bulletin of the Bureau of Standards 13, 10.6028/bulletin.304 (1916). [73] A. J. Apostolidis, M. J. Armstrong, and A. N. Beris, “Modeling of human blood rheology in transient shear flows”, Journal of Rheology 59, 275–298 (2015). [74] N. Casson, “Flow Equation for Pigment Oil Suspensions of the Ink Type”, Rheology of Dispersed Systems, 84–102 (1959). [75] M. Lattuada, H. Wu, A. Hasmy, and M. Morbidelli, “Estimation of fractal dimension in colloidal gels”, Langmuir 19, 6312–6316 (2003). [76] S. Bindgen, F. Bossler, J. Allard, and E. Koos, “Connecting particle clustering and rheology in attractive particle networks”, Soft Matter 16, 8380–8393 (2020). [77] Y. He, P. G. Boswell, P. Bühlmann, and T. P. Lodge, “Ion gels by self-assembly of a triblock copolymer in an ionic liquid”, Journal of Physical Chemistry B 111, 4645–4652 (2007). [78] Y. Liao, “Practical electron microscopy and database”, An Online Book (2006). [79] D. Amadeus and D. Flormann, “Physical charaterization of red blood cell aggregation”, PhD thesis (). [80] Life Technologies/ ThermoFischer Scientific, CellMask ™ Plasma Membrane Stains | 2, tech. rep. (Life Sciences, Carlsbad, CA, USA, 2014). [81] O. Baskurt, M. Boynard, G. Cokelet, P. Connes, B. M. Cooke, S. Forconi, F. Liao, M. Hardeman, F. Jung, H. Meiselman, and O. K. Baskurt, New guidelines for hemorheological laboratory techniques, tech. rep. 2 (2009). [82] W. H. Reinhart, N. Z. Piety, J. W. Deuel, A. Makhro, T. Schulzki, N. Bogdanov, J. S. Goede, A. Bogdanova, R. Abidi, and S. S. Shevkoplyas, “Washing stored red blood cells in an albumin solution improves their morphologic and hemorheologic properties”, Transfusion 55, 1872–1881 (2015). [83] A. Orbach, O. Zelig, S. Yedgar, and G. Barshtein, “Biophysical and Biochemical Markers of Red Blood Cell Fragility”, Transfus Med Hemother 44, 183–187 (2017). [84] Anton Paar, The Modular Compact Rheometer series, tech. rep. (Anton Paar GmbH, Graz, Austria, 2021). [85] A. Nwaneshiudu, C. Kuschal, F. H. Sakamoto, R. Rox Anderson, K. Schwarzenberger, and R. C. Young, “Introduction to confocal microscopy”, Journal of Investigative Dermatology 132, 1–5 (2012). [86] N. S. Claxton, T. J. Fellers, and M. W. Davidson, LASER SCANNING CONFOCAL MICROSCOPY, tech. rep. (). [87] J. B. Pawley, Handbook of biological confocal microscopy: Third edition (Springer US, 2006), pp. 1–985. [88] I. C. Ghiran, “Introduction to Fluorescence Microscopy”, in Light microscopy: methods and protocols, edited by R. C. N. Chiarini-Garcia Helioand Melo (Humana Press, Totowa, NJ, 2011), pp. 93–136. [89] A. H. Coons, J. Creech, R. Norman, and E. Berliner, “The Demonstration of Pneumococcal Antigen in Tissues by the Use of Fluorescent Antibody”, The Journal of Immunology 45 (1942). [90] A. H. Coons, “THE APPLICATION OF FLUORESCENT ANTIBODIES TO THE STUDY OF NATURALLY OCCURRING ANTIBODIES”, Annals of the New York Academy of Sciences 69, 658–662 (1957). [91] M. Minsky, Memoir on Inventing the Confocal Scanning Microscope, tech. rep. (1988), pp. 128–138. [92] N. S. Claxton, T. J. Fellers, and M. W. Davidson, “Microscopy, Confocal”, in Encyclopedia of medical devices and instrumentation (John Wiley & Sons, Inc., Hoboken, NJ, USA, Apr. 2006). [93] Leica-Microsystems GmbH, All-Purpose Super-Sensitivity Leica HyD for Confocal Imaging, tech. rep. (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Germany, 2015). [94] E. H. K. Stelzer, “The Intermediate Optical System of Laser-Scanning Confocal Microscopes”, in Handbook of biological confocal microscopy , edited by J. B. Pawley (Springer US, Boston, MA, 2006), pp. 207–220. [95] C. J. Sheppard, “Axial resolution of confocal fluorescence microscopy”, Journal of Microscopy 154, 237–241 (1989). [96] Leica Microsystems GmbH, GLYCEROL OBJECTIVE, tech. rep. (Leica Microsystems Heidelberg GmbH, Mannheim, Germany, Apr. 2004). [97] J. Schindelin, I. Arganda-Carreras, E. Frise, V. Kaynig, M. Longair, T. Pietzsch, S. Preibisch, C. Rueden, S. Saalfeld, B. Schmid, J.-Y. Tinevez, D. J. White, V. Hartenstein, K. Eliceiri, P. Tomancak, and A. Cardona, “Fiji: an open-source platform for biological-image analysis”, Nature Methods 9, 676–682 (2012). [98] S. Berg, D. Kutra, T. Kroeger, C. N. Straehle, B. X. Kausler, C. Haubold, M. Schiegg, J. Ales, T. Beier, M. Rudy, K. Eren, J. I. Cervantes, B. Xu, F. Beuttenmueller, A. Wolny, C. Zhang, U. Koethe, F. A. Hamprecht, and A. Kreshuk, “ilastik: interactive machine learning for (bio)image analysis”, Nature Methods 16, 1226–1232 (2019). [99] S. Sternberg, “Biomedical Image Processing”, Computer 16, 22–34 (1983). [100] P. Cignoni, M. Callieri, M. Corsini, M. Dellepiane, F. Ganovelli, and G. Ranzuglia, “MeshLab: an Open-Source Mesh Processing Tool”, in (The Eurographics Association, 2008), pp. 129–136. [101] I. Arganda-Carreras, V. Kaynig, C. Rueden, K. W. Eliceiri, J. Schindelin, A. Cardona, and H. S. Seung, “Trainable Weka Segmentation: A machine learning tool for microscopy pixel classification”, Bioinformatics 33, 2424–2426 (2017). [102] R. Sedgewick and K. Wayne, “Graphs”, in Algorithms, 4th ed. (Addison-Wesley, Mar. 2011) Chap. 4, pp. 514–693. [103] P. J. Flory, “Molecular Size Distribution in Linear Condensation Polymers”, Journal of the American Chemical Society 58, 1877–1885 (1936). [104] E. Koos, Applied rheology: Experimental challenges, Leuven, Oct. 2020. [105] E. Koos and A. Vananroye, Applied rheology: Rheology and Rheometers, Leuven, Oct. 2020.
