Geen supermodel maar een super model!
In dit onderzoek hebben we temperamentvolle zwarte muizen gebruikt. Deze zijn gebruikt niet omdat ze zo mooi zijn, maar omdat ze het ideale model zijn om de functie van LEDGF in verschillende hersenregio’s te bestuderen. In dit muismodel wordt plaatselijk in de hersenen het eiwit LEDGF verwijderd.
LEDGF? Wat!?
De werkpaarden van onze cellen zijn eiwitten, verschillende eiwitten vervullen verschillende functies in het lichaam. Hoe beter we de functie en samenwerking tussen eiwitten verstaan, hoe beter en sneller we therapieën voor ongeneeslijke ziektes kunnen ontwikkelen. LEDGF is een afkorting voor “lens epithelium-derived growth factor” en dit eiwit kan samenwerken met andere eiwitten, waaronder MeCP2. MeCP2 staat voor “Methyl CpG binding protein” en dit eiwit regelt de productie van andere eiwitten, die dan verdere functies in het lichaam vervullen.
“LOX P-Cre” oftwel knippen in het DNA met behulp van virussen
Om LEDGF te verwijderen uit de hersenen worden “black 6” muizen gebruikt van acht weken oud. De dieren hebben rond de DNA-code van LEDGF een speciale “LOX P-regio”. Het enzym Cre werkt als een schaar en knipt doorheen deze LOX P-regio. Om dit enzym binnen te brengen zijn de specifieke hersenregio’s geïnjecteerd met een onschuldig virus zodat dit enzym vrijzet en LEDGF verwijderd wordt. Na vier weken worden de hersenen onderzocht op hoe goed LEDGF is verwijderd en welke invloed dat heeft op de hoeveelheid aanwezige MeCP2. De gebruikte virussen zijn ontwikkeld dat het enzym “Cre” enkel in neuronen wordt vrijgezet. Dit model maakt het mogelijk om enkel het effect in neuronen te verkrijgen, zonder dat andere celtypes in de hersenen beïnvloed wordt.
“De gebruikte virussen zijn zo ontwikkeld dat het enzym “Cre” enkel in neuronen wordt vrijgezet.”
Hersenregio’s met of zonder dopamine
De gekozen hersenregio’s kunnen opgedeeld worden in 2 groepen afhankelijk door de aan- of afwezigheid van “dopaminerge neuronen”. Neuronen zijn de overgrote meerderheid van onze hersencellen en sommigen daarvan produceren dopamine. De dopaminerge neuronen zijn enkel aanwezig in de ventral tegmental area en substantia nigra. De substantia nigra bekend omdat bij Parkinsonpatiënten de dopaminerge neuronen in dit gebied aftakelen. De andere groep zijn de hersenregio’s zonder dopaminerge neuronen: de hippocampus, de cortex en de het striatum.
“Neuronen zijn de overgrote meerderheid van onze hersencellen en sommigen daarvan produceren dopamine.”
En nu, werkt het?
Het is verbazingwekkend dat elke hersenregio die we injecteerde met virussen, de hoeveelheid aanwezige LEDGF daalde. Dit wil zeggen dat elke geteste regio vatbaar is voor deze techniek en bovendien sterven de neuronen niet af door deze injecties.
Verder weten we dat LEDGF bindt aan MeCP2. Dus als LEDGF er niet meer is, kan dit grote gevolgen hebben voor de hoeveelheid MeCP2. Daarom is de hoeveelheid MeCP2 ook gemeten in deze geïnjecteerde regio’s. Uit het resultaat van dit onderzoek blijkt dat er onderlinge verschillen tussen de hersenzones zijn wat de reductie van MeCP2 betreft. Verder onderzoek kan uitwijzen waarom verschillende hersenregio’s verschillend reageren op de behandeling.
Allemaal mooi en wel, maar wat kunnen we er mee?...
Ik hoor je al denken, wat kunnen we hiermee?… Het succesvol gebruik van dit muismodel heeft verschillende mogelijkheden. Het wordt nu mogelijk om het gedrag van een muis te meten die geen LEDGF meer heeft in een bepaalde hersenregio, zodat de functie van LEDGF in die zone bepaald kan worden. Deze methode werkt specifiek op neuronen en dat geeft als voordeel dat het gemeten effect specifiek van de neuronen is.
Omdat LEDGF MeCP2 beïnvloedt, kan dit muismodel gebruikt worden om de interactie tussen deze twee eiwitten beter te onderzoeken in de verschillende hersenzones. Uiteindelijk zou dit model kunnen bijdragen tot de ontwikkeling van geneesmiddelen om Rett syndroom te kunnen behandelen. Rett syndroom is een ontwikkelingsstoornis dat vooral bij meisjes voorkomt vanaf zes maanden en MeCP2 is een sleuteleiwit in deze aandoening. Deze patiëntjes ontwikkelen symptomen zoals vertraagde groei, verlies van gecoördineerde bewegingen, mentale achterstand, verlies van bruikbare handbewegingen en epileptisch aanvallen.
Dit muismodel kan ook bijdragen tot het beter begrijpen van LINE‑1. LINE-1 of 'long interspersed element 1', is een stukje DNA dat zichzelf 'kopieert en plakt' in ander DNA, vergelijkbaar met het invoegen van tekst in een tekstdocument. Dit 'kopiëren en plakken' vormt geen probleem, zolang de 'LINE-1 tekst' maar niet inmengt met andere bruikbare tekst, waardoor deze onleesbaar wordt. Als dit gebeurt, dan kan het DNA verstoord worden en kunnen ziektes ontstaan, zoals: kanker, auto‑immuunziektes, stofwisselings-, genetische- en neurologische aandoeningen. Het is geweten dat MeCP2 het “kopiëren en plakken” van LINE‑1 verhindert. In de toekomst kan dit model eventueel onderzoeken of de vernietiging van LEDGF en de reductie van MeCP2 invloed heeft op dit “kopieer en plak” evenement.
“Uiteindelijk zou dit model kunnen bijdragen tot de ontwikkeling van geneesmiddelen.”
Dit super muismodel zijn superhelden! Dus denk er maar aan wanneer je een muis ziet lopen, er gaat veel meer in hun hoofd om dan we denken!
Bibliografie
1. Li R, Dong Q, Yuan X, Zeng X, Gao Y, Chiao C, et al. Misregulation of Alternative Splicing in a
Mouse Model of Rett Syndrome. PLOS Genetics. 2016;12(6):e1006129.
2. McClintock B. The origin and behavior of mutable loci in maize. Proceedings of the National
Academy of Sciences. 1950;36(6):344-55.
3. Biémont C, Vieira C. Junk DNA as an evolutionary force. Nature. 2006;443(7111):521-4.
4. Erwin JA, Marchetto MC, Gage FH. Mobile DNA elements in the generation of diversity and
complexity in the brain. Nature Reviews Neuroscience. 2014;15(8):497-506.
5. Chuong EB, Elde NC, Feschotte C. Regulatory activities of transposable elements: from conflicts
to benefits. Nature Reviews Genetics. 2017;18(2):71-86.
6. Richardson SR, Doucet AJ, Kopera HC, Moldovan JB, Garcia-Perez JL, Moran JV. The Influence
of LINE-1 and SINE Retrotransposons on Mammalian Genomes. Microbiology Spectrum.
2015;3(2):1165-208.
7. Kazazian HH, Moran JV. Mobile DNA in Health and Disease. New England Journal of Medicine.
2017;377(4):361-70.
8. Suarez NA, Macia A, Muotri AR. LINE-1 retrotransposons in healthy and diseased human brain.
Dev Neurobiol. 2018;78(5):434-55.
9. Encyclopaedia TEo. Eocene Epoch Encyclopedia Britannica: Britannica; 2013 [2022-11-08].
Available from: https://www.britannica.com/science/Eocene-Epoch.
10. Christensen T. HERVs in Neuropathogenesis. Journal of Neuroimmune Pharmacology.
2010;5(3):326-35.
11. Hashimoto K, Jouhilahti E-M, Töhönen V, Carninci P, Kere J, Katayama S. Embryonic LTR
retrotransposons supply promoter modules to somatic tissues. Genome Research.
2021;31(11):1983-93.
12. Kim HS. Genomic impact, chromosomal distribution and transcriptional regulation of HERV
elements. Mol Cells. 2012;33(6):539-44.
13. Grandi FC, An W. Non-LTR retrotransposons and microsatellites. Mobile Genetic Elements.
2013;3(4):e25674.
14. Ahmet, Narvaiza I, Bilal, Pena M, Benner C, Maria, et al. Primate-Specific ORF0 Contributes to
Retrotransposon-Mediated Diversity. Cell. 2015;163(3):583-93.
15. Callahan KE, Hickman AB, Jones CE, Ghirlando R, Furano AV. Polymerization and nucleic acid-
binding properties of human L1 ORF1 protein. Nucleic Acids Research. 2012;40(2):813-27.
16. Bodak M, Yu J, Ciaudo C. Regulation of LINE-1 in mammals. Biomolecular Concepts.
2014;5(5):409-28.
17. Hancks DC, Kazazian HH. Active human retrotransposons: variation and disease. Current
Opinion in Genetics & Development. 2012;22(3):191-203.
18. Khazina E, Weichenrieder O. Human LINE-1 retrotransposition requires a metastable coiled coil
and a positively charged N-terminus in L1ORF1p. eLife. 2018;7.
19. Naufer MN, Furano AV, Williams MC. Protein-nucleic acid interactions of LINE-1 ORF1p. Semin
Cell Dev Biol. 2019;86:140-9.
20. Zhang X, Zhang R, Yu J. New Understanding of the Relevant Role of LINE-1 Retrotransposition
in Human Disease and Immune Modulation. Front Cell Dev Biol. 2020;8:657.
21. Honda T, Nishikawa Y, Nishimura K, Teng D, Takemoto K, Ueda K. Effects of activation of the
LINE-1 antisense promoter on the growth of cultured cells. Scientific Reports. 2020;10(1).
22. Martin MD, Brown DN, Ramos KS. Computational modeling of RNase, antisense ORF0 RNA,
and intracellular compartmentation and their impact on the life cycle of the line
retrotransposon. Comput Struct Biotechnol J. 2021;19:5667-77.
23. Bernardi R, Papa A, Pandolfi PP. Regulation of apoptosis by PML and the PML-NBs. Oncogene.
2008;27(48):6299-312.
24. Murat P, Balasubramanian S. Existence and consequences of G-quadruplex structures in DNA.
Current Opinion in Genetics & Development. 2014;25:22-9.
25. Piskareva O, Schmatchenko V. DNA polymerization by the reverse transcriptase of the human
L1 retrotransposon on its own template in vitro. FEBS Lett. 2006;580(2):661-8.
26. Lexa M, Steflova P, Martinek T, Vorlickova M, Vyskot B, Kejnovsky E. Guanine quadruplexes are
formed by specific regions of human transposable elements. BMC Genomics. 2014;15(1):1032.
27. Sokolowski M, Deharo D, Christian CM, Kines KJ, Belancio VP. Characterization of L1 ORF1p
Self-Interaction and Cellular Localization Using a Mammalian Two-Hybrid System. PLoS ONE.
2013;8(12):e82021.
28. Kulpa DA, Moran JV. Cis-preferential LINE-1 reverse transcriptase activity in ribonucleoprotein
particles. Nat Struct Mol Biol. 2006;13(7):655-60.
29. Gorbunova V, Seluanov A, Mita P, McKerrow W, Fenyö D, Boeke JD, et al. The role of
retrotransposable elements in ageing and age-associated diseases. Nature.
2021;596(7870):43-53.
30. Wei W, Gilbert N, Ooi SL, Lawler JF, Ostertag EM, Kazazian HH, et al. Human L1
Retrotransposition: cis Preference versus trans Complementation. Molecular and Cellular
Biology. 2001;21(4):1429-39.
31. Taylor MS, Altukhov I, Molloy KR, Mita P, Jiang H, Adney EM, et al. Dissection of affinity
captured LINE-1 macromolecular complexes. Elife. 2018;7.
32. Peze-Heidsieck E, Bonnifet T, Znaidi R, Ravel-Godreuil C, Massiani-Beaudoin O, Joshi RL, et al.
Retrotransposons as a Source of DNA Damage in Neurodegeneration. Front Aging Neurosci.
2021;13:786897.
33. Bachiller S, Del-Pozo-Martín Y, Carrión Á M. L1 retrotransposition alters the hippocampal
genomic landscape enabling memory formation. Brain Behav Immun. 2017;64:65-70.
34. Richardson SR, Morell S, Faulkner GJ. L1 Retrotransposons and Somatic Mosaicism in the Brain.
Annual Review of Genetics. 2014;48(1):1-27.
35. Muotri AR, Zhao C, Marchetto MCN, Gage FH. Environmental influence on L1 retrotransposons
in the adult hippocampus. Hippocampus. 2009;19(10):1002-7.
36. Li W, Prazak L, Chatterjee N, Grüninger S, Krug L, Theodorou D, et al. Activation of transposable
elements during aging and neuronal decline in Drosophila. Nature Neuroscience.
2013;16(5):529-31.
37. Muotri AR, Marchetto MCN, Coufal NG, Oefner R, Yeo G, Nakashima K, et al. L1
retrotransposition in neurons is modulated by MeCP2. Nature. 2010;468(7322):443-6.
38. Nan X, Ng H-H, Johnson CA, Laherty CD, Turner BM, Eisenman RN, et al. Transcriptional
repression by the methyl-CpG-binding protein MeCP2 involves a histone deacetylase complex.
Nature. 1998;393(6683):386-9.
39. Liyanage VRB, Olson CO, Zachariah RM, Davie JR, Rastegar M. DNA Methylation Contributes to
the Differential Expression Levels of Mecp2 in Male Mice Neurons and Astrocytes.
International Journal of Molecular Sciences. 2019;20(8):1845.
40. Rodrigues DC, Mufteev M, Ellis J. Regulation, diversity and function of MECP2 exon and 3'UTR
isoforms. Hum Mol Genet. 2020;29(R1):R89-r99.
41. Schmidt A, Zhang H, Cardoso MC. MeCP2 and Chromatin Compartmentalization. Cells.
2020;9(4):878.
42. Sharifi O, Yasui DH. The Molecular Functions of MeCP2 in Rett Syndrome Pathology. Front
Genet. 2021;12:624290.
43. Good KV, Vincent JB, Ausió J. MeCP2: The Genetic Driver of Rett Syndrome Epigenetics. Front
Genet. 2021;12:620859.
44. Mushtaq AU, Lee Y, Hwang E, Bang JK, Hong E, Byun Y, et al. Biophysical characterization of the
basic cluster in the transcription repression domain of human MeCP2 with AT-rich DNA.
Biochem Biophys Res Commun. 2018;495(1):145-50.
45. Martínez De Paz A, Khajavi L, Martin H, Claveria-Gimeno R, Tom Dieck S, Cheema MS, et al.
MeCP2-E1 isoform is a dynamically expressed, weakly DNA-bound protein with different
protein and DNA interactions compared to MeCP2-E2. Epigenetics & Chromatin.
2019;12(1).
46. Filarsky M, Zillner K, Araya I, Villar-Garea A, Merkl R, Längst G, et al. The extended AT-hook is
a novel RNA binding motif. RNA Biology. 2015;12(8):864-76.
47. Steven, Chen L, Angela, Yu P, Lichtarge O, Huda. An AT-Hook Domain in MeCP2 Determines the
Clinical Course of Rett Syndrome and Related Disorders. Cell. 2013;152(5):984-96.
48. Pejhan S, Rastegar M. Role of DNA Methyl-CpG-Binding Protein MeCP2 in Rett Syndrome
Pathobiology and Mechanism of Disease. Biomolecules. 2021;11(1):75.
49. Sheikh TI, de Paz AM, Akhtar S, Ausió J, Vincent JB. MeCP2_E1 N-terminal modifications affect
its degradation rate and are disrupted by the Ala2Val Rett mutation. Hum Mol Genet.
2017;26(21):4132-41.
50. Lee W, Kim J, Yun J-M, Ohn T, Gong Q. MeCP2 regulates gene expression through recognition
of H3K27me3. Nature Communications. 2020;11(1).
51. Shahbazian MD, Antalffy B, Armstrong DL, Zoghbi HY. Insight into Rett syndrome: MeCP2 levels
display tissue- and cell-specific differences and correlate with neuronal maturation. Hum Mol
Genet. 2002;11(2):115-24.
52. Olson CO, Zachariah RM, Ezeonwuka CD, Liyanage VR, Rastegar M. Brain region-specific
expression of MeCP2 isoforms correlates with DNA methylation within Mecp2 regulatory
elements. PLoS One. 2014;9(3):e90645.
53. Moore LD, Le T, Fan G. DNA Methylation and Its Basic Function. Neuropsychopharmacology.
2013;38(1):23-38.
54. Li CH, Coffey EL, Dall’Agnese A, Hannett NM, Tang X, Henninger JE, et al. MeCP2 links
heterochromatin condensates and neurodevelopmental disease. Nature.
2020;586(7829):440-4.
55. Li S, Peng Y, Panchenko AR. DNA methylation: Precise modulation of chromatin structure and
dynamics. Curr Opin Struct Biol. 2022;75:102430.
56. Collins BE, Neul JL. Rett Syndrome and MECP2 Duplication Syndrome: Disorders of MeCP2
Dosage. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 2022;Volume 18:2813-35.
57. Chahrour M, Jung SY, Shaw C, Zhou X, Wong STC, Qin J, et al. MeCP2, a Key Contributor to
Neurological Disease, Activates and Represses Transcription. Science. 2008;320(5880):1224-9.
58. Leoh LS, van Heertum B, De Rijck J, Filippova M, Rios-Colon L, Basu A, et al. The stress
oncoprotein LEDGF/p75 interacts with the methyl CpG binding protein MeCP2 and influences
its transcriptional activity. Mol Cancer Res. 2012;10(3):378-91.
59. Jones PL, Veenstra GJC, Wade PA, Vermaak D, Kass SU, Landsberger N, et al. Methylated DNA
and MeCP2 recruit histone deacetylase to repress transcription. Nature Genetics.
1998;19(2):187-91.
60. Bu Q, Wang A, Hamzah H, Waldman A, Jiang K, Dong Q, et al. CREB Signaling Is Involved in Rett
Syndrome Pathogenesis. The Journal of Neuroscience. 2017;37(13):3671-85.
61. Coufal NG, Garcia-Perez JL, Peng GE, Yeo GW, Mu Y, Lovci MT, et al. L1 retrotransposition in
human neural progenitor cells. Nature. 2009;460(7259):1127-31.
62. Yang J, Tian B, Brasier AR. Chapter One - Targeting Chromatin Remodeling in Inflammation and
Fibrosis. In: Donev R, editor. Advances in Protein Chemistry and Structural Biology. 107:
Academic Press; 2017. p. 1-36.
63. Blokken J, De Rijck J, Christ F, Debyser Z. Protein-protein and protein-chromatin interactions
of LEDGF/p75 as novel drug targets. Drug Discov Today Technol. 2017;24:25-31.
64. Llano M, Morrison J, Poeschla EM. Virological and Cellular Roles of the Transcriptional
Coactivator LEDGF/p75. Springer Berlin Heidelberg; 2009. p. 125-46.
65. Ortiz-Hernandez GL, Sanchez-Hernandez ES, Casiano CA. Twenty years of research on the
DFS70/LEDGF autoantibody-autoantigen system: many lessons learned but still many
questions. Autoimmunity Highlights. 2020;11(1).
66. Schrijvers R. The role of LEDGF/p75 in HIV replication [Doctoral thesis in biomedical science].
Leuven: KU Leuven; 2012.
67. Rozina A, Anisenko A, Kikhai T, Silkina M, Gottikh M. Complex Relationships between HIV-1
Integrase and Its Cellular Partners. International Journal of Molecular Sciences.
2022;23(20):12341.
68. Cermakova K, Weydert C, Christ F, De Rijck J, Debyser Z. Lessons Learned: HIV Points the Way
Towards Precision Treatment of Mixed-Lineage Leukemia. Trends Pharmacol Sci.
2016;37(8):660-71.
69. Craigie R, Bushman FD. HIV DNA Integration. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine.
2012;2(7):a006890-a.
70. Janssens J, Bruggemans A, Christ F, Debyser Z. Towards a Functional Cure of HIV-1: Insight Into
the Chromatin Landscape of the Provirus. Front Microbiol. 2021;12:636642.
71. Debyser Z, Vansant G, Bruggemans A, Janssens J, Christ F. Insight in HIV Integration Site
Selection Provides a Block-and-Lock Strategy for a Functional Cure of HIV Infection. Viruses.
2018;11(1):12.
72. Pradeepa MM, Sutherland HG, Ule J, Grimes GR, Bickmore WA. Psip1/Ledgf p52 binds
methylated histone H3K36 and splicing factors and contributes to the regulation of alternative
splicing. PLoS Genet. 2012;8(5):e1002717.
73. Guy J, Hendrich B, Holmes M, Martin JE, Bird A. A mouse Mecp2-null mutation causes
neurological symptoms that mimic Rett syndrome. Nature Genetics. 2001;27(3):322-6.
74. Nageshappa S, Carromeu C, Trujillo CA, Mesci P, Espuny-Camacho I, Pasciuto E, et al. Altered
neuronal network and rescue in a human MECP2 duplication model. Molecular Psychiatry.
2016;21(2):178-88.
75. Sandweiss AJ, Brandt VL, Zoghbi HY. Advances in understanding of Rett syndrome and MECP2
duplication syndrome: prospects for future therapies. Lancet Neurol. 2020;19(8):689-98.
76. D’Mello SR. MECP2 and the biology of MECP2 duplication syndrome. Journal of
Neurochemistry. 2021;159(1):29-60.
77. Herranz N, Gil J. Mechanisms and functions of cellular senescence. Journal of Clinical
Investigation. 2018;128(4):1238-46.
78. De Cecco M, Ito T, Petrashen AP, Elias AE, Skvir NJ, Criscione SW, et al. L1 drives IFN in
senescent cells and promotes age-associated inflammation. Nature. 2019;566(7742):73-8.
79. Thomas CA, Tejwani L, Trujillo CA, Negraes PD, Herai RH, Mesci P, et al. Modeling of TREX1-
Dependent Autoimmune Disease using Human Stem Cells Highlights L1 Accumulation as a
Source of Neuroinflammation. Cell Stem Cell. 2017;21(3):319-31.e8.
80. Stetson DB, Ko JS, Heidmann T, Medzhitov R. Trex1 Prevents Cell-Intrinsic Initiation of
Autoimmunity. Cell. 2008;134(4):587-98.
81. Van Meter M, Kashyap M, Rezazadeh S, Geneva AJ, Morello TD, Seluanov A, et al. SIRT6
represses LINE1 retrotransposons by ribosylating KAP1 but this repression fails with stress and
age. Nature Communications. 2014;5(1):5011.
82. Scheyltjens I, Laramée ME, Van den Haute C, Gijsbers R, Debyser Z, Baekelandt V, et al.
Evaluation of the expression pattern of rAAV2/1, 2/5, 2/7, 2/8, and 2/9 serotypes with
different promoters in the mouse visual cortex. J Comp Neurol. 2015;523(14):2019-42.
83. Van der Perren A, Toelen J, Carlon M, Van den Haute C, Coun F, Heeman B, et al. Efficient and
stable transduction of dopaminergic neurons in rat substantia nigra by rAAV 2/1, 2/2, 2/5,
2/6.2, 2/7, 2/8 and 2/9. Gene Ther. 2011;18(5):517-27.
84. Bloh K, Kanchana R, Bialk P, Banas K, Zhang Z, Yoo BC, et al. Deconvolution of Complex DNA
Repair (DECODR): Establishing a Novel Deconvolution Algorithm for Comprehensive Analysis
of CRISPR-Edited Sanger Sequencing Data. Crispr j. 2021;4(1):120-31.
85. Mangeot PE, Risson V, Fusil F, Marnef A, Laurent E, Blin J, et al. Genome editing in primary cells
and in vivo using viral-derived Nanoblades loaded with Cas9-sgRNA ribonucleoproteins. Nature
Communications. 2019;10(1).
86. Kos CH. Cre/loxP system for generating tissue-specific knockout mouse models. Nutr Rev.
2004;62(6 Pt 1):243-6.
87. Rasband W, editor ImageJ, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA2011.
88. Bankhead P, Loughrey MB, Fernández JA, Dombrowski Y, McArt DG, Dunne PD, et al. QuPath:
Open source software for digital pathology image analysis. Scientific Reports. 2017;7(1).
89. Bryant K. Guide to Understanding CRISPR Data Analysis Scores: Synthego; 2018 [2023-04-10].
Available from: https://www.synthego.com/blog/crispr-knockout-score#conclusion-know-
your-knockout-score-when-analyzing-your-crispr-edits.
90. López-Otín C, Blasco MA, Partridge L, Serrano M, Kroemer G. The Hallmarks of Aging. Cell.
2013;153(6):1194-217.
91. Rahimi P, Mobarakeh VI, Kamalzare S, Sajadianfard F, Vahabpour R, Zabihollahi R. Comparison
of transfection efficiency of polymer-based and lipid-based transfection reagents. Bratislava
Medical Journal. 2018;119(11):701-5.
92. Liang X, Potter J, Kumar S, Zou Y, Quintanilla R, Sridharan M, et al. Rapid and highly efficient
mammalian cell engineering via Cas9 protein transfection. J Biotechnol. 2015;208:44-53.
93. Lyu P, Wang L, Lu B. Virus-Like Particle Mediated CRISPR/Cas9 Delivery for Efficient and Safe
Genome Editing. Life. 2020;10(12):366.
94. Royo NC, Vandenberghe LH, Ma J-Y, Hauspurg A, Yu L, Maronski M, et al. Specific AAV
serotypes stably transduce primary hippocampal and cortical cultures with high efficiency and
low toxicity. Brain Research. 2008;1190:15-22.
95. Zhang Y, Chen K, Sloan SA, Bennett ML, Scholze AR, O'Keeffe S, et al. An RNA-sequencing
transcriptome and splicing database of glia, neurons, and vascular cells of the cerebral cortex.
J Neurosci. 2014;34(36):11929-47.
96. Saunders A, Macosko EZ, Wysoker A, Goldman M, Krienen FM, De Rivera H, et al. Molecular
Diversity and Specializations among the Cells of the Adult Mouse Brain. Cell. 2018;174(4):1015-
30.e16.
97. Wither RG, Lang M, Zhang L, Eubanks JH. Regional MeCP2 expression levels in the female
MeCP2-deficient mouse brain correlate with specific behavioral impairments. Exp Neurol.
2013;239:49-59.
98. Kalippke K, Werwitzke S, von Hornung M, Mischke R, Ganser A, Tiede A. DNA analysis from
stool samples: a fast and reliable method avoiding invasive sampling methods in mouse models
of bleeding disorders. Lab Anim. 2009;43(4):390-3.
99. Meldgaard M, Bollen PJ, Finsen B. Non-invasive method for sampling and extraction of mouse
DNA for PCR. Lab Anim. 2004;38(4):413-7.
100. Parker MA, Anderson JK, Corliss DA, Abraria VE, Sidman RL, Park KI, et al. Expression profile of
an operationally-defined neural stem cell clone. Exp Neurol. 2005;194(2):320-32.
