Bemoeilijkt een hyperactief immuunsysteem het herstel van een dwarslaesie?

Hanne
Coenen

Zonder dat we erbij stilstaan, kan een dagelijkse routine, zoals met je auto naar je werk rijden, een ongeval met verlamming tot gevolg hebben. Dit is helaas de realiteit voor 15 miljoen mensen wereldwijd die met een dwarslaesie moeten leven. Het immuunsysteem beschermt ons niet enkel tegen virussen en bacteriën, maar kan ook hulp bieden bij het herstellen van verwondingen zoals een dwarslaesie. Toch blijkt de hulp van immuuncellen niet altijd voordelig te zijn.

De brandweer die olie op het vuur gooit?

Een trauma, zoals een verkeersongeval, val of sportongeluk, kan schade aan het ruggenmerg veroorzaken, wat een dwarslaesie wordt genoemd. Na het oplopen van dit letsel gaan verschillende cellen in ons lichaam, waaronder de immuuncellen uit ons bloed, aan de slag om de schade zo snel mogelijk te herstellen. Net zoals de brandweer ter plaatse komt bij een brand, begeven de immuuncellen zich naar de plaats van het letsel. Hoewel hun hulp nuttig is, kunnen de immuuncellen het herstel van een dwarslaesie ook bemoeilijken wanneer ze in overdrive gaan en hierdoor het ruggenmerg verder beschadigen. Eén van deze immuuncellen is de B-cel. 

In gezonde personen zorgen B-cellen voor de aanmaak van antistoffen tegen ziekteverwekkers. Ondanks dat deze immuuncellen aanwezig zijn in het bloed van zowel gezonde personen als dwarslaesiepatiënten, blijken ze toch een belangrijk verschil te vertonen. Zo toonde onze onderzoeksgroep aan dat B-cellen van dwarslaesiepatiënten meer van een bepaald eiwit, genaamd CD74, op hun celoppervlak hebben. Deze ontdekking deed een belletje rinkelen, aangezien CD74 al bekend was bij onderzoekers. CD74 werkt namelijk als een receptor, die kan worden vergeleken met een vangnet. Met dit vangnet kunnen de B-cellen een ander molecuul dat extra veel aanwezig is in het bloed van dwarslaesiepatiënten, met de naam MIF (macrofaag-migratie-inhiberende factor), vangen. Het vangen van MIF door CD74 activeert vervolgens ook andere eiwitten, zoals CD44, en stimuleert processen in de B-cel. Dit zorgt ervoor dat de B-cellen hyperactief worden: ze vermenigvuldigen, overleven beter en bewegen sneller naar de plaats van ontsteking. Dit doet ons vermoeden dat de hyperactieve B-cellen met veel CD74-vangnetten wel eens het herstel van een dwarslaesie zouden kunnen bemoeilijken en olie op het vuur gooien.

Figuur gemaakt met BioRender.com.

In het heetst van de strijd

Als we de B-cellen, de vermoedelijke brandversnellers, willen uitschakelen, is het belangrijk om te weten wanneer ze het meest actief zijn en dus in de grootste aantallen in het bloed aanwezig zijn. Reageren de cellen snel op het letsel of hebben ze tijd nodig om op gang te komen? Om dit te weten te komen, verzamelden we het bloed van dwarslaesiepatiënten en telden we het aantal B-cellen op verschillende tijdstippen na het optreden van het letsel. Op basis van deze telling stelden we vast dat het aantal B-cellen hoger was in een vroegere fase (tot 4 weken) dan in latere fases (tot 6 maanden) na het oplopen van het letsel. Hierdoor vermoeden we dat de B-cellen relatief snel reageren op de dwarslaesie en we ze het best in de vroegere fase met hoge celaantallen, dus in het heetst van de strijd, kunnen uitschakelen.

De waarheid aan het licht brengen

Hoewel we eerder al aantoonden dat B-cellen van dwarslaesiepatiënten meer CD74-vangnetten op hun oppervlak hebben, is nog verder onderzoek nodig. Zo is het interessant om na te gaan of B-cellen de enige immuuncellen zijn die extra veel vangnetten bevatten. Bovendien willen we onderzoeken of de andere eiwitten die geactiveerd worden nadat MIF gevangen wordt door CD74 ook verhoogd aanwezig zijn op de B-cellen van dwarslaesiepatiënten. Met behulp van de techniek ‘flow cytometrie’ kunnen we zowel CD74 als de andere eiwitten op immuuncellen uit het bloed van dwarslaesiepatiënten aan het licht brengen. Deze techniek bestaat uit twee belangrijke stappen. In stap 1 worden de eiwitten op het celoppervlak aangekleurd met een specifieke fluorescerende kleuringsoplossing. In stap 2 worden de cellen één voor één door kleine lasers gestuurd die de kleuringsoplossing doen oplichten. Het is belangrijk dat de kleuringsoplossing zorgvuldig wordt samengesteld in stap 1, zodat het laserlicht dat gereflecteerd wordt door de aangekleurde cellen ons in stap 2 een overzicht kan geven van de eiwitten op de immuuncel. Voor mijn scriptie stelden we de ideale kleuringsoplossing samen, die onderzoekers later kunnen gebruiken om de immuuncellen verder tot in detail te onderzoeken.

Van een vijand een vriend maken

Aangezien de hyperactiviteit van B-cellen met een CD74-vangnet het herstelproces van dwarslaesiepatiënten weleens zou kunnen bemoeilijken, kunnen we ze misschien uitschakelen om zo het herstel van patiënten te bevorderen? Maar immuuncellen, waaronder de B-cellen, bieden ook hulp na het oplopen van een letsel. Daarom is het een beter idee om de hyperactieve B-cellen minder actief te maken, in plaats van de cellen uit te schakelen. Hierdoor kunnen ze blijven functioneren zonder schade aan te richten. Dit probeerden we op drie verschillende manieren. 

Allereerst, blokkeerden we het CD74-vangnet door het net al te vullen met andere moleculen, zodat de cellen geen MIF meer konden vangen. Dit bleek niet te werken want de B-cellen bleven even actief en evenveel vermenigvuldigen na het uitschakelen van CD74. Ten tweede, probeerden we één van de andere geactiveerde eiwitten in de B-cel, genaamd CD44, op het celoppervlak te blokkeren, en wat bleek? De cellen werden minder actief en hun vermenigvuldiging nam af. Ook onze derde strategie, het uitschakelen van MIF, was een succes, want hierdoor nam de hyperactiviteit van de cellen eveneens af. Dit betekent dat het eiwit CD44 en MIF dus een belangrijke rol spelen in het hyperactief worden van de B-cel. Daarom zou het blokkeren van één of beide moleculen een mogelijke strategie kunnen zijn om het herstel van dwarslaesiepatiënten te stimuleren. Toch moeten we, voordat we deze strategie kunnen toepassen, deze moleculen eerst gedetailleerder bestuderen en onderzoeken of het blokkeren ervan daadwerkelijk effect heeft. Wie weet kunnen we op die manier in de toekomst de brand die na het trauma bij dwarslaesiepatiënten uitbreekt onder controle krijgen en het herstelproces extra zuurstof bieden.

Bibliografie

1.           Ahuja CS, Wilson JR, Nori S, Kotter MRN, Druschel C, Curt A, et al. Traumatic spinal cord injury. Nat Rev Dis Primers. 2017;3:17018.

2.           World Health Organization. Spinal Cord Injury. 2024 [Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/spinal-cord-injury.

3.           World Health Organization. Spinal cord injury: as many as 500 000 people suffer each year 2013 [Available from: https://www.who.int/news/item/02-12-2013-spinal-cord-injury-as-many-as-500-000-people-suffer-each-year.

4.           Chen Y, He Y, DeVivo MJ. Changing Demographics and Injury Profile of New Traumatic Spinal Cord Injuries in the United States, 1972-2014. Arch Phys Med Rehabil. 2016;97(10):1610-9.

5.           Lenehan B, Street J, Kwon BK, Noonan V, Zhang H, Fisher CG, et al. The epidemiology of traumatic spinal cord injury in British Columbia, Canada. Spine (Phila Pa 1976). 2012;37(4):321-9.

6.           DeVivo MJ, Chen Y. Trends in new injuries, prevalent cases, and aging with spinal cord injury. Arch Phys Med Rehabil. 2011;92(3):332-8.

7.           van den Berg ME, Castellote JM, Mahillo-Fernandez I, de Pedro-Cuesta J. Incidence of spinal cord injury worldwide: a systematic review. Neuroepidemiology. 2010;34(3):184-92; discussion 92.

8.           Varma AK, Das A, Wallace Gt, Barry J, Vertegel AA, Ray SK, et al. Spinal cord injury: a review of current therapy, future treatments, and basic science frontiers. Neurochem Res. 2013;38(5):895-905.

9.           Liu XZ, Xu XM, Hu R, Du C, Zhang SX, McDonald JW, et al. Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury. J Neurosci. 1997;17(14):5395-406.

10.          Figley SA, Khosravi R, Legasto JM, Tseng YF, Fehlings MG. Characterization of vascular disruption and blood-spinal cord barrier permeability following traumatic spinal cord injury. J Neurotrauma. 2014;31(6):541-52.

11.          Alizadeh A, Dyck SM, Karimi-Abdolrezaee S. Traumatic Spinal Cord Injury: An Overview of Pathophysiology, Models and Acute Injury Mechanisms. Front Neurol. 2019;10:282.

12.          Griffiths IR, Miller R. Vascular permeability to protein and vasogenic oedema in experimental concussive injuries to the canine spinal cord. J Neurol Sci. 1974;22(3):291-304.

13.          Tator CH, Koyanagi I. Vascular mechanisms in the pathophysiology of human spinal cord injury. J Neurosurg. 1997;86(3):483-92.

14.          Norenberg MD, Smith J, Marcillo A. The pathology of human spinal cord injury: defining the problems. J Neurotrauma. 2004;21(4):429-40.

15.          Fleming JC, Norenberg MD, Ramsay DA, Dekaban GA, Marcillo AE, Saenz AD, et al. The cellular inflammatory response in human spinal cords after injury. Brain. 2006;129(Pt 12):3249-69.

16.          Xu GY, Hughes MG, Ye Z, Hulsebosch CE, McAdoo DJ. Concentrations of glutamate released following spinal cord injury kill oligodendrocytes in the spinal cord. Exp Neurol. 2004;187(2):329-36.

17.          Zrzavy T, Schwaiger C, Wimmer I, Berger T, Bauer J, Butovsky O, et al. Acute and non-resolving inflammation associate with oxidative injury after human spinal cord injury. Brain. 2021;144(1):144-61.

18.          Chang HT. Subacute human spinal cord contusion: few lymphocytes and many macrophages. Spinal Cord. 2007;45(2):174-82.

19.          Jones TB, Basso DM, Sodhi A, Pan JZ, Hart RP, MacCallum RC, et al. Pathological CNS autoimmune disease triggered by traumatic spinal cord injury: implications for autoimmune vaccine therapy. J Neurosci. 2002;22(7):2690-700.

20.          Popovich PG, Stokes BT, Whitacre CC. Concept of autoimmunity following spinal cord injury: possible roles for T lymphocytes in the traumatized central nervous system. J Neurosci Res. 1996;45(4):349-63.

21.          Yoles E, Hauben E, Palgi O, Agranov E, Gothilf A, Cohen A, et al. Protective autoimmunity is a physiological response to CNS trauma. J Neurosci. 2001;21(11):3740-8.

22.          Gris D, Marsh DR, Oatway MA, Chen Y, Hamilton EF, Dekaban GA, et al. Transient blockade of the CD11d/CD18 integrin reduces secondary damage after spinal cord injury, improving sensory, autonomic, and motor function. J Neurosci. 2004;24(16):4043-51.

23.          Popovich PG, Guan Z, Wei P, Huitinga I, van Rooijen N, Stokes BT. Depletion of hematogenous macrophages promotes partial hindlimb recovery and neuroanatomical repair after experimental spinal cord injury. Exp Neurol. 1999;158(2):351-65.

24.          Donnelly DJ, Longbrake EE, Shawler TM, Kigerl KA, Lai W, Tovar CA, et al. Deficient CX3CR1 signaling promotes recovery after mouse spinal cord injury by limiting the recruitment and activation of Ly6Clo/iNOS+ macrophages. J Neurosci. 2011;31(27):9910-22.

25.          Ankeny DP, Guan Z, Popovich PG. B cells produce pathogenic antibodies and impair recovery after spinal cord injury in mice. J Clin Invest. 2009;119(10):2990-9.

26.          Ankeny DP, Lucin KM, Sanders VM, McGaughy VM, Popovich PG. Spinal cord injury triggers systemic autoimmunity: evidence for chronic B lymphocyte activation and lupus-like autoantibody synthesis. J Neurochem. 2006;99(4):1073-87.

27.          Casili G, Impellizzeri D, Cordaro M, Esposito E, Cuzzocrea S. B-Cell Depletion with CD20 Antibodies as New Approach in the Treatment of Inflammatory and Immunological Events Associated with Spinal Cord Injury. Neurotherapeutics. 2016;13(4):880-94.

28.          Davies AL, Hayes KC, Dekaban GA. Clinical correlates of elevated serum concentrations of cytokines and autoantibodies in patients with spinal cord injury. Arch Phys Med Rehabil. 2007;88(11):1384-93.

29.          Zajarias-Fainsod D, Carrillo-Ruiz J, Mestre H, Grijalva I, Madrazo I, Ibarra A. Autoreactivity against myelin basic protein in patients with chronic paraplegia. Eur Spine J. 2012;21(5):964-70.

30.          Palmers I, Ydens E, Put E, Depreitere B, Bongers-Janssen H, Pickkers P, et al. Antibody profiling identifies novel antigenic targets in spinal cord injury patients. J Neuroinflammation. 2016;13(1):243.

31.          Shen P, Fillatreau S. Antibody-independent functions of B cells: a focus on cytokines. Nat Rev Immunol. 2015;15(7):441-51.

32.          Rastogi I, Jeon D, Moseman JE, Muralidhar A, Potluri HK, McNeel DG. Role of B cells as antigen presenting cells. Front Immunol. 2022;13:954936.

33.          Pieper K, Grimbacher B, Eibel H. B-cell biology and development. J Allergy Clin Immunol. 2013;131(4):959-71.

34.          De Silva NS, Klein U. Dynamics of B cells in germinal centres. Nat Rev Immunol. 2015;15(3):137-48.

35.          Kurosaki T, Kometani K, Ise W. Memory B cells. Nat Rev Immunol. 2015;15(3):149-59.

36.          Cunningham AF, Gaspal F, Serre K, Mohr E, Henderson IR, Scott-Tucker A, et al. Salmonella induces a switched antibody response without germinal centers that impedes the extracellular spread of infection. J Immunol. 2007;178(10):6200-7.

37.          Bortnick A, Allman D. What is and what should always have been: long-lived plasma cells induced by T cell-independent antigens. J Immunol. 2013;190(12):5913-8.

38.          Beckers L, Somers V, Fraussen J. IgD(-)CD27(-) double negative (DN) B cells: Origins and functions in health and disease. Immunol Lett. 2023;255:67-76.

39.          Fraussen J, Beckers L, van Laake-Geelen CCM, Depreitere B, Deckers J, Cornips EMJ, et al. Altered Circulating Immune Cell Distribution in Traumatic Spinal Cord Injury Patients in Relation to Clinical Parameters. Front Immunol. 2022;13:873315.

40.          Stumptner-Cuvelette P, Benaroch P. Multiple roles of the invariant chain in MHC class II function. Biochim Biophys Acta. 2002;1542(1-3):1-13.

41.          Leng L, Metz CN, Fang Y, Xu J, Donnelly S, Baugh J, et al. MIF signal transduction initiated by binding to CD74. J Exp Med. 2003;197(11):1467-76.

42.          Calandra T, Roger T. Macrophage migration inhibitory factor: a regulator of innate immunity. Nat Rev Immunol. 2003;3(10):791-800.

43.          Rijvers L, Melief MJ, van der Vuurst de Vries RM, Stephant M, van Langelaar J, Wierenga-Wolf AF, et al. The macrophage migration inhibitory factor pathway in human B cells is tightly controlled and dysregulated in multiple sclerosis. Eur J Immunol. 2018;48(11):1861-71.

44.          Starlets D, Gore Y, Binsky I, Haran M, Harpaz N, Shvidel L, et al. Cell-surface CD74 initiates a signaling cascade leading to cell proliferation and survival. Blood. 2006;107(12):4807-16.

45.          Alampour-Rajabi S, El Bounkari O, Rot A, Muller-Newen G, Bachelerie F, Gawaz M, et al. MIF interacts with CXCR7 to promote receptor internalization, ERK1/2 and ZAP-70 signaling, and lymphocyte chemotaxis. FASEB J. 2015;29(11):4497-511.

46.          Klasen C, Ohl K, Sternkopf M, Shachar I, Schmitz C, Heussen N, et al. MIF promotes B cell chemotaxis through the receptors CXCR4 and CD74 and ZAP-70 signaling. J Immunol. 2014;192(11):5273-84.

47.          Bucala R, Shachar I. The integral role of CD74 in antigen presentation, MIF signal transduction, and B cell survival and homeostasis. Mini Rev Med Chem. 2014;14(14):1132-8.

48.          Gore Y, Starlets D, Maharshak N, Becker-Herman S, Kaneyuki U, Leng L, et al. Macrophage migration inhibitory factor induces B cell survival by activation of a CD74-CD44 receptor complex. J Biol Chem. 2008;283(5):2784-92.

49.          Shi X, Leng L, Wang T, Wang W, Du X, Li J, et al. CD44 is the signaling component of the macrophage migration inhibitory factor-CD74 receptor complex. Immunity. 2006;25(4):595-606.

50.          Bernhagen J, Krohn R, Lue H, Gregory JL, Zernecke A, Koenen RR, et al. MIF is a noncognate ligand of CXC chemokine receptors in inflammatory and atherogenic cell recruitment. Nat Med. 2007;13(5):587-96.

51.          Schwartz V, Lue H, Kraemer S, Korbiel J, Krohn R, Ohl K, et al. A functional heteromeric MIF receptor formed by CD74 and CXCR4. FEBS Lett. 2009;583(17):2749-57.

52.          Lapter S, Ben-David H, Sharabi A, Zinger H, Telerman A, Gordin M, et al. A role for the B-cell CD74/macrophage migration inhibitory factor pathway in the immunomodulation of systemic lupus erythematosus by a therapeutic tolerogenic peptide. Immunology. 2011;132(1):87-95.

53.          Thavayogarajah T, Sinitski D, El Bounkari O, Torres-Garcia L, Lewinsky H, Harjung A, et al. CXCR4 and CD74 together enhance cell survival in response to macrophage migration-inhibitory factor in chronic lymphocytic leukemia. Exp Hematol. 2022;115:30-43.

54.          Su Y, Wang Y, Zhou Y, Zhu Z, Zhang Q, Zhang X, et al. Macrophage migration inhibitory factor activates inflammatory responses of astrocytes through interaction with CD74 receptor. Oncotarget. 2017;8(2):2719-30.

55.          Koda M, Nishio Y, Hashimoto M, Kamada T, Koshizuka S, Yoshinaga K, et al. Up-regulation of macrophage migration-inhibitory factor expression after compression-induced spinal cord injury in rats. Acta Neuropathol. 2004;108(1):31-6.

56.          Zhu Z, Hu Y, Zhou Y, Zhang Y, Yu L, Tao L, et al. Macrophage Migration Inhibitory Factor Promotes Chemotaxis of Astrocytes through Regulation of Cholesterol 25-Hydroxylase Following Rat Spinal Cord Injury. Neuroscience. 2019;408:349-60.

57.          Zhang H, Hu YM, Wang YJ, Zhou Y, Zhu ZJ, Chen MH, et al. Macrophage migration inhibitory factor facilitates astrocytic production of the CCL2 chemokine following spinal cord injury. Neural Regen Res. 2023;18(8):1802-8.

58.          Nishio Y, Koda M, Hashimoto M, Kamada T, Koshizuka S, Yoshinaga K, et al. Deletion of macrophage migration inhibitory factor attenuates neuronal death and promotes functional recovery after compression-induced spinal cord injury in mice. Acta Neuropathol. 2009;117(3):321-8.

59.          Chalimoniuk M, King-Pospisil K, Metz CN, Toborek M. Macrophage migration inhibitory factor induces cell death and decreases neuronal nitric oxide expression in spinal cord neurons. Neuroscience. 2006;139(3):1117-28.

60.          Zhou Y, Guo W, Zhu Z, Hu Y, Wang Y, Zhang X, et al. Macrophage migration inhibitory factor facilitates production of CCL5 in astrocytes following rat spinal cord injury. J Neuroinflammation. 2018;15(1):253.

61.          Stein A, Panjwani A, Sison C, Rosen L, Chugh R, Metz C, et al. Pilot study: elevated circulating levels of the proinflammatory cytokine macrophage migration inhibitory factor in patients with chronic spinal cord injury. Arch Phys Med Rehabil. 2013;94(8):1498-507.

62.          Bank M, Stein A, Sison C, Glazer A, Jassal N, McCarthy D, et al. Elevated circulating levels of the pro-inflammatory cytokine macrophage migration inhibitory factor in individuals with acute spinal cord injury. Arch Phys Med Rehabil. 2015;96(4):633-44.

63.          Wu DM, Zheng ZH, Wang S, Wen X, Han XR, Wang YJ, et al. Association between plasma macrophage migration inhibitor factor and deep vein thrombosis in patients with spinal cord injuries. Aging (Albany NY). 2019;11(8):2447-56.

64.          Asia, Committee ISIS. The 2019 revision of the International Standards for Neurological Classification of Spinal Cord Injury (ISNCSCI)-What's new? Spinal Cord. 2019;57(10):815-7.

65.          Riegger T, Conrad S, Schluesener HJ, Kaps HP, Badke A, Baron C, et al. Immune depression syndrome following human spinal cord injury (SCI): a pilot study. Neuroscience. 2009;158(3):1194-9.

66.          Furlan JC, Krassioukov AV, Fehlings MG. Hematologic abnormalities within the first week after acute isolated traumatic cervical spinal cord injury: a case-control cohort study. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(23):2674-83.

67.          Campagnolo DI, Bartlett JA, Keller SE. Influence of neurological level on immune function following spinal cord injury: a review. J Spinal Cord Med. 2000;23(2):121-8.

68.          Campagnolo DI, Dixon D, Schwartz J, Bartlett JA, Keller SE. Altered innate immunity following spinal cord injury. Spinal Cord. 2008;46(7):477-81.

69.          Morrison D, Pinpin C, Lee A, Sison C, Chory A, Gregersen PK, et al. Profiling Immunological Phenotypes in Individuals During the First Year After Traumatic Spinal Cord Injury: A Longitudinal Analysis. J Neurotrauma. 2023;40(23-24):2621-37.

70.          Kokuina E, Breff-Fonseca MC, Villegas-Valverde CA, Mora-Diaz I. Normal Values of T, B and NK Lymphocyte Subpopulations in Peripheral Blood of Healthy Cuban Adults. MEDICC Rev. 2019;21(2-3):16-21.

71.          Haller Hasskamp J, Zapas JL, Elias EG. Dendritic cell counts in the peripheral blood of healthy adults. Am J Hematol. 2005;78(4):314-5.

72.          Bain BJ. Ethnic and sex differences in the total and differential white cell count and platelet count. J Clin Pathol. 1996;49(8):664-6.

73.          Whyte CE, Tumes DJ, Liston A, Burton OT. Do more with Less: Improving High Parameter Cytometry Through Overnight Staining. Curr Protoc. 2022;2(11):e589.

74.          Berhanu D, Mortari F, De Rosa SC, Roederer M. Optimized lymphocyte isolation methods for analysis of chemokine receptor expression. J Immunol Methods. 2003;279(1-2):199-207.

75.          Anselmo A, Mazzon C, Borroni EM, Bonecchi R, Graham GJ, Locati M. Flow cytometry applications for the analysis of chemokine receptor expression and function. Cytometry A. 2014;85(4):292-301.

76.          van Wolfswinkel M, van Meijgaarden KE, Ottenhoff THM, Niewold P, Joosten SA. Extensive flow cytometric immunophenotyping of human PBMC incorporating detection of chemokine receptors, cytokines and tetramers. Cytometry A. 2023;103(7):600-10.

77.          Lenschow DJ, Sperling AI, Cooke MP, Freeman G, Rhee L, Decker DC, et al. Differential up-regulation of the B7-1 and B7-2 costimulatory molecules after Ig receptor engagement by antigen. J Immunol. 1994;153(5):1990-7.

78.          Feldman SP, Mertelsmann R, Venuta S, Andreeff M, Welte K, Moore MA. Sodium azide enhancement of interleukin-2 production. Blood. 1983;61(4):815-8.

79.          Al-Abed Y, Dabideen D, Aljabari B, Valster A, Messmer D, Ochani M, et al. ISO-1 binding to the tautomerase active site of MIF inhibits its pro-inflammatory activity and increases survival in severe sepsis. J Biol Chem. 2005;280(44):36541-4.

80.          Brisslert M, Bokarewa M, Larsson P, Wing K, Collins LV, Tarkowski A. Phenotypic and functional characterization of human CD25+ B cells. Immunology. 2006;117(4):548-57.

Download scriptie (3.41 MB)
Universiteit of Hogeschool
Universiteit Hasselt
Thesis jaar
2024
Promotor(en)
Prof. Judith Fraussen en Prof. Veerle Somers