Het juiste recept voor bijengezondheid: optimalisatie van groeimedia voor darmbacteriën van de honingbij
De honingbij (Apis mellifera) speelt een cruciale rol in ons ecosysteem. Het is een bestuiver van een groot deel van onze landbouwgewassen en draagt bij tot de wereldwijde voedselzekerheid. Toch gaat het slecht met bijenpopulaties. Ziekten, pesticiden en klimaatverandering zijn bekende boosdoeners, maar ook de darmbacteriën van de bij spelen hier een niet te onderschatten rol in.
Deze darmbacteriën zijn cruciaal voor de gezondheid van de individuele bij alsook van de kolonie. Ze helpen pollen te verteren, versterken het immuunsysteem en beschermen tegen ziekteverwekkers. Maar om hun precieze rol te begrijpen, moeten wetenschappers deze bacteriën kunnen kweken in het laboratorium. En dat blijkt een uitdaging.
Het belang van darmmicrobiota van bijen
In tegenstelling tot de menselijke darm, die duizenden soorten bacteriën huisvest, bestaat de microbiota van de honingbij uit een handvol kernsoorten, met name Snodgrassella, Bifidobacterium, Lactobacillus, Giliamella en Bombilactobacillus.
Deze bacteriën vormen een gemeenschap die samenwerkt om complexe suikers uit pollen af te breken en om ziekteverwekkers te weren. Wanneer dit evenwicht verstoord raakt – bijvoorbeeld door het gebruik van pesticiden of antibiotica – kan dat leiden tot zwakkere bijen en zelfs tot het instorten van kolonies.
Om precies te achterhalen wat elke bacteriesoort doet, moeten ze geïsoleerd en apart bestudeerd worden. En daar wringt het schoentje : veel bacteriën weigeren simpelweg te groeien op standaard kweekmedia.
Waarom kweken zo lastig is
In microbiologische laboratoria worden vaak standaardmedia gebruikt, zoals TSA met bloedmedium of een all culture agarmedium. Deze zijn rijk aan voedingsstoffen, maar niet afgestemd op de specifieke vereisten van de darmbacteriën van bijen.
De bijendarm is een unieke omgeving nl. licht zuur en rijk aan nectarsuikers en stuifmeel-componenten. Bacteriën die hierin zijn geëvolueerd, missen vaak de capaciteit om te overleven in de generieke media van het laboratorium. Het resultaat? Ofwel helemaal geen groei, ofwel enkel groei bij kolonies van minder kieskeurige bacteriën.
Door andere groeimedia te gebruiken om de kieskeurige darmbacteriën op te kweken kan er een standaardisatie ontstaan van welk groeimedium gebruikt dient te worden voor welke bacteriesoort.
De aanpak
Er werden stammen van verschillende bacteriën van de LMG-UGent databank gebruikt hoofdzakelijk Commensalibacter, Gilliamella, Snodgrasella, Apibacter en Bombella.
De eerste drie werden een all culture agar (nadien afgekort AC) en een all culture agar met 0.2% charcoal (nadien afgekort ACC) gekweekt om na te gaan of charcoal een invloed had op de groei van de bacteriën. Er werd gekozen voor charcoal, omwille van de voordelen ervan, namelijk het absorberen van de toxische componenten die andere bacteriën kunnen uitscheiden en het binden van andere ongewenste stoffen.
De Apibacter en Bombella werden op verschillende media gekweekt om een gestandaardiseerd medium te vinden en dit om het aantal groeimedia te verminderen bij bijvoorbeeld het onderzoek van een darmisolaat.
Ook werd bij Commensalibacter, Gilliamella, Snodgrasella nagegaan of de toevoeging van charcoal aan een medium al dan niet een negatieve invloed had op MALDI-TOF MS (Matrix- assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry) resultaten. Deze technologie wordt gebruikt om micro-organismen te identificeren en te classificeren. Daarnaast worden er massaspectra gegenereerd die ribosomale eiwitten weerspiegelen, deze dienen als unieke vingerafdrukken voor bacteriesoorten.
De resultaten: elke bacterie zijn eigen voorkeur
De gebruikte stammen van de honingbij groeiden zowel op AC als op ACC. Op basis hiervan kan men opteren om vanuit een isolaat eerst te kiezen voor ACC om de bacteriën te isoleren en vervolgens de bacteriën verder te kweken op AC.
Het toevoegen van charcoal suggereert dat sommige stammen gevoeliger zijn aan omgevingsfactoren of nutriëntensamenstelling dan andere stammen.
Apibacter en Bombella zijn op vlak van groei media-afhankelijk. Apibacter kan groeien op TSA men bloed agar en op TSA met bloed en sodiumdesoxycholaat agar. Bombella groeit op medium 1056 en all culture agar met charcoal en sodiumdesoxycholaat.
Wat dit betekent voor de wetenschap
De studie toont aan dat het kweken van de darmbacteriën van bijen mogelijk is, mits het groeimedium aangepast is aan de noden van de gewenste bacteriën. Het benadrukt tegelijk de complexiteit van deze micro-ecosystemen: er bestaat geen universeel groeimedium dat alle soorten tevreden stelt.
Voor toekomstig onderzoek betekent dit dat wetenschappers zullen moeten inzetten op het soort specifieke media of co-culturen, waarin bacteriën elkaars metabolieten benutten zoals in de natuurlijke darm. Daarnaast is het nabootsen van andere omgevingsfactoren, zoals zuurstofniveau, minstens zo belangrijk als de chemische samenstelling van het medium.
Waarom dit relevant is buiten het laboratorium
Het optimaliseren van groeimedia lijkt misschien een puur technische kwestie, maar het heeft directe gevolgen voor de bijengezondheid en de ecologie. Door beter te begrijpen hoe darmbacteriën functioneren, kunnen we strategieën ontwikkelen om kolonies weerbaarder te maken. Denk aan probiotica voor bijen, supplementen die specifieke bacteriesoorten aanvullen wanneer ze verloren zijn gegaan.
Bovendien levert dit onderzoek fundamentele inzichten in symbiose en microbioomonderzoek. De honingbij fungeert als modelorganisme: klein genoeg om te bestuderen, maar complex genoeg om lessen te trekken die ook voor andere dieren – inclusief de mens – relevant zijn.
Conclusie
De bachelorproef naar de optimalisatie van groeimedia voor bijendarmbacteriën toont dat succes schuilt in detail.
Hoewel er nog veel werk nodig is om de ideale omstandigheden per bacteriesoort in kaart te brengen, is één ding duidelijk: de gezondheid van bijen begint bij hun microben. En het begrijpen van die microben begint bij het juiste groeimedium.
Goulson, D., Nicholls, E., Botías, C., & Rotheray, E. L. (2015). Bee declines driven by combined stress from parasites, pesticides, and lack of flowers. Sciense, 347(6229). https://doi.org/10.1126/science.1255957
Engel, P., Martinson, V. G., & Moran, N. A. (2012). Functional diversity within the simple gut microbiota of the honey bee (Apis mellifera). Proceedings of the National Academy of Sciences, 109(27), 11002-11007.
Raymann, K., & Moran, N. A. (2018). The role of gut microbiome in health and disease of adult honey bee workers (Apis mellifera). Current Opinion in Insect Science, 26, 97-104.
Engel, P., Kwong, W. K., McFrederick, Q., Anderson, K. E., Barribeau, S. M., Chandler, J. A., Cornman, R. S., Dainat, J., De Miranda, J. R., Doublet, V., Emery, O., Evans, J. D., Farinelli, L., Flenniken, M. L., Granberg, F., Grasis, J. A., Gauthier, L., Hayer, J., Koch, H., Dainat, B. (2016). The Bee Microbiome: Impact on Bee Health and Model for Evolution and Ecology of Host-Microbe Interactions. mBio, 7(2). https://doi.org/10.1128/mbio.02164-15
Raymann, K., Shaffer, Z., & Moran, N. A. (2017). Antibiotic exposure perturbs the gut microbiota and elevates mortality in honeybees (Apis mellifera). PLoS Biology, 15(3), e2001861. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.2001861
Kwong, W. K., & Moran, N. A. (2016). Gut microbial communities of social bees. Nature Reviews Microbiology, 14(6), 374–384. https://doi.org/10.1038/nrmicro.2016.43
Engel, P., Bartlett, K. D., & Moran, N. A. (2016). The bacterium Frischella perrara causes scab formation in the gut of its honeybee host. mBio, 7(2), e00193-16.
Kwong, W. K., & Moran, N. A. (2016). Gut microbial communities of social bees. Nature Reviews Microbiology, 14(6), 374-384.
Raymann, K., Shaffer, Z., & Moran, N. A. (2017). Antibiotic exposure perturbs the gut microbiota and elevates mortality in honeybees. PLoS Biology, 15(3), e2001861.
Motta, E. V., Raymann, K., & Moran, N. A. (2018). Glyphosate perturbs the gut microbiota of honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences, 115(41), 10305-10310.
Zheng, H., Powell, J. E., Steele, M. I., Dietrich, C., & Moran, N. A. (2019). Honeybee gut microbiota promotes host weight gain via bacterial metabolism and hormonal signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences, 116(12), 5143-5148.
Motta, E. V., & Moran, N. A. (2020). Impact of glyphosate on the honey bee gut microbiota: A review. Journal of Applied Microbiology, 129(6), 1541-1550.
Kešnerová, L., Emery, O., Troilo, M., Erkosar, B., & Engel, P. (2020). Gut microbiota structure differs between honeybees and bumblebees despite convergence in functional genes. Nature Communications, 11(1), 1-12.
Ellegaard, K. M., & Engel, P. (2019). New reference genome sequences for 17 bacterial strains of the honey bee gut microbiota. Pacific Biosciences.
Kwong, W. K., & Moran, N. A. (2016). Gut microbial communities of social bees. Nature Reviews Microbiology, 14(6), 374–384.
Engel, P., & Moran, N. A. (2013). The gut microbiota of insects – diversity in structure and function. FEMS Microbiology Reviews, 37(5), 699–735.
Lavigne, J. P., Vandenbussche, M., & Pignard, M. (2020). Influence of culture conditions on the performance of MALDI-TOF MS in the identification of bacteria. Journal of Clinical Microbiology, 58(8), e00714-20.
Richelson, A. S., Richards, M., & Gant, V. (2019). The impact of growth conditions on bacterial protein profiles and MALDI-TOF MS identification. Journal of Microbiological Methods, 162, 10-16.
Zong, Y., Zhang, W., & Li, Y. (2016). Influence of growth media on MALDI-TOF MS analysis of bacterial species: A study of clinical isolates. Journal of Microbiological Methods, 129, 44-49.
Valentine, N., Wunschel, S., Wunschel, D., Petersen, C., & Wahl, K. (2005). Effect of Culture Conditions on Microorganism Identification by Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectrometry. Applied And Environmental Microbiology, 71(1), 58–64. https://doi.org/10.1128/aem.71.1.58-64.2005
Dingle, T. C., & Butler-Wu, S. M. (2013). MALDI-TOF mass spectrometry for microorganism identification. Clinical Laboratory Medicine, 33(3), 589-607. https://doi.org/10.1016/j.cll.2013.03.001
Xu, M., Pan, F., Peng, L., & Yang, Y. (2024). Advances in the isolation, cultivation, and identification of gut microbes. Military Medical Research, 11(1). https://doi.org/10.1186/s40779-024-00534-7
Wan, X., Yang, Q., Wang, X., Bai, Y., & Liu, Z. (2023). Isolation and Cultivation of Human Gut Microorganisms: A Review. Micro-organisms, 11(4), 1080. https://doi.org/10.3390/microorganisms11041080
Rudi, K., & Zhao, L. (2021). Grand challenges in understanding gut microbes. Frontiers in Microbiology, 12. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.752829
Ellegaard, K. M., & Engel, P. (2019). Genomic diversity landscape of the honey bee gut microbiota. Nature Communications, 10(1). https://doi.org/10.1038/s41467-019-08303-0
Valdes, A. M., Walter, J., Segal, E., & Spector, T. D. (2018). Role of the gut microbiota in nutrition and health. BMJ, k2179. https://doi.org/10.1136/bmj.k2179
Mortier, T., Wieme, A. D., Vandamme, P. & Waegeman, W. (2021). Bacterial species identification using MALDI-TOF mass spectrometry and machine learning techniques: A large-scale benchmarking study. Computational And Structural Biotechnology Journal, 19, 6157-6168. https://doi.org/10.1016/j.csbj.2021.11.004
Rychert, J. (2019). Benefits and Limitations of MALDI-TOF Mass Spectrometry for the Identification of Microorganisms. https://www.infectiologyjournal.com/public/articles/benefits-and-limita…
Zautner, A. E., Groß, U., & Rohde, M. (2020). MALDI-TOF mass spectrometry in clinical microbiology: Identification of bacteria and beyond. Future Microbiology, 15(5), 317–329. https://doi.org/10.2217/fmb-2020-0001
Klammsteiner, T., Wagner, A. O., Insam, H., & Ertl, T. (2023). Optimizing growth media for insect-associated gut microbiota: A cultivation approach. Journal of Insect Microbiology, 45(2), 123–137. https://doi.org/10.1016/j.jinsmic.2023.01.005