Salamanders activeren hun genen, doen ze dat om te overleven?
Een jongen ploetert met zijn handen door het water. Er schiet iets langs zijn vingers. Snel pakt hij een potje en schept het voorzichtig op. Het is een klein diertje met een gestipte buik. “Mama! Mama! Ik heb weer een salamander gered uit onze waterput!” roept hij trots.
Het potje waarmee ik als kind salamanders redde, is vandaag vervangen door wetenschappelijk onderzoek. Zo hoop ik deze dieren opnieuw te kunnen helpen, want ze hebben het harder nodig dan ooit. Op sommige plaatsen worden ze namelijk volledig uitgeroeid door een besmettelijke huidziekte. Om beter te begrijpen wat er aan de hand is, bekeek ik het probleem door een genetische bril. Zo ontdekte ik dat salamanders terugvechten door bepaalde genen te activeren als ze besmet geraken.
Bsal? Ik word er ziek van!
Een salamander, het klinkt bekend, maar wat is dat nu eigenlijk? Wel, salamanders behoren, net zoals kikkers en padden, tot de amfibieën. Met deze groep gaat het zeer slecht. De amfibieën worden momenteel bestempeld als de meest bedreigde groep gewervelden op aarde. Door factoren zoals klimaatverandering en verlies van leefgebied gaan veel soorten sterk achteruit. Maar ook ziektes mag je niet onderschatten.
Zo speelt, en hou je vast, Batrachochytrium salamandrivorans een belangrijke rol in de achteruitgang van Europese salamanders. Omdat die naam een mondvol is, gebruik ik vanaf nu de afkorting Bsal. Deze schimmel veroorzaakt bij veel salamanders een dodelijke en zeer besmettelijke huidziekte. De aandoening is te herkennen aan grote blaren en diepe wonden. Vooral bij Europese salamanders leidt besmetting tot deze ernstige ziektebeelden.
Bsal werd in 2013 voor het eerst aangetroffen in Europa. Onze salamanders leefden waarschijnlijk miljoenen jaren zonder enig contact met de schimmel, waardoor ze er geen afweer tegen hebben. Omdat Bsal pas recent is ontdekt, begrijpen we nog maar weinig van wat er zich afspeelt wanneer een salamander besmet geraakt. Daarom dook ik in de genetica van deze dieren, op zoek naar genen die ons meer kunnen vertellen over wat er gebeurt wanneer ze aan de schimmel worden blootgesteld.
Actieve genen
Jij die dit leest, ja... Jij. Op dit moment ben je duizenden genen aan het activeren. Dit kan komen door de tekst die je nu aan het lezen bent, door wat je gisteren hebt gegeten, of door kleinere prikkels uit je omgeving, zoals geluiden of bewegingen. Veel factoren kunnen de werking van onze gene
n beïnvloeden. Ook ziektes doen dat. Als we ziek zijn, worden sommige immuungenen geactiveerd om de ziekte te bestrijden. Salamanders kunnen dat ook, maar welke genen daarbij betrokken zijn en hoe het precies werkt bij hen, is nog onduidelijk. Om daar verandering in te brengen, onderzocht ik welke genen actief worden als een salamander besmet raakt met de schimmel.
Van het staartpuntje tot de statistiek
Voor mijn onderzoek naar genactiviteit bij besmette salamanders kon ik rekenen op het “Wildlife Health Ghent” team. Dankzij hun ondersteuning begon ik vol vertrouwen aan dit experiment. Het eerste wat ik deed, was de salamanders verdelen in twee groepen. Een experimenteel besmette groep en een controlegroep. Van elk diertje werd een minuscuul stukje huid aan het uiteinde van de staart genomen. Met dat stukje kon in het labo de genactiviteit van elke salamander gemeten worden. Hiervoor gebruikte ik de hoeveelheid messenger RNA (mRNA), een molecuul dat enkel wordt aangemaakt als een gen actief is. Hoe actiever een gen, hoe meer mRNA ervan gemaakt wordt. Hierdoor is mRNA een goede maatstaf voor genactiviteit.
Door het lab werk verkreeg ik een enorme hoeveelheid gegevens. Om de mRNA data te verwerken, gebruikte ik specifieke software. Hierdoor lukte het de genactiviteit tussen de twee groepen statistisch te vergelijken. Wat ik hieruit verwachtte, was dat de immuungenen bij de besmette salamanders actiever zouden zijn dan bij de controlegroep.
Ze vechten terug!
Mijn verwachtingen lagen hoog. “Ik moet en zal genetische verschillen zien tussen de twee groepen”. Tot mijn opluchting lieten de resultaten dit ook daadwerkelijk zien. Zo vertoonden er maar liefst 187 genen een hogere activiteit in besmette salamanders in vergelijking met de controlegroep. Uit deze vele genen bleken CD83, PSMB9 en IRF1 statistisch het meest significant. Ook voor mij waren deze afgekorte gennamen in het begin niet te begrijpen. Na wat opzoekwerk, vond ik dat deze drie genen betrokken zijn bij verschillende immuunstrategieën. Dit zijn dus al enkele immuungenen met een hogere activiteit bij besmette diertjes in vergelijking met de controledieren. Ook al kunnen we dit zien als een tegenaanval, doen we dat best voorzichtig. Een verhoogde activiteit van slechts een handvol immuungenen is namelijk niet genoeg voor salamanders om de ziekte te overleven.
Een logische volgende stap is het onderzoeken van de overige 184 genen. Zo kunnen we met meer zekerheid conclusies trekken en beter inschatten hoe sterk de tegenaanval van onze salamanders werkelijk is. Deze kennis kan dan bijdragen aan gerichtere maatregelen om de Europese salamandersoorten te beschermen. De drie immuungenen met verhoogde activiteit geven alvast een eerste idee, maar voorlopig wacht ik nog even met het roepen van “Mama, mama! Ik heb opnieuw een salamander gered.” Er blijven nog te veel onbeantwoorde vragen. Wat we wél hebben gezien, is dat de salamanders niet opgeven, en dat ben ik ook niet van plan.
Bibliografie
1. Luedtke, J. A. et al. Ongoing declines for the world’s amphibians in the face of emerging threats. Nature 622, 308–314 (2023).
2. McCallum, H., Foufopoulos, J. & Grogan, L. F. Infectious disease as a driver of declines and extinctions. Camb. Prisms Extinction 2, e2 (2024).
3. Scheele, B. C. et al. Amphibian fungal panzootic causes catastrophic and ongoing loss of biodiversity. Science 363, 1459–1463 (2019).
4. O’Hanlon, S. J. et al. Recent Asian origin of chytrid fungi causing global amphibian declines. Science 360, 621–627 (2018).
5. Martel, A. et al. Recent introduction of a chytrid fungus endangers Western Palearctic salamanders. Science 346, 630–631 (2014).
6. Martel, A. et al. Batrachochytrium salamandrivorans sp. nov. causes lethal chytridiomycosis in amphibians. Proc. Natl. Acad. Sci. 110, 15325–15329 (2013).
7. Spitzen-van Der Sluijs, A. et al. Rapid enigmatic decline drives the fire salamander (Salamandra salamandra) to the edge of extinction in the Netherlands. Amphib.-Reptil. 34, 233–239 (2013).
8. Spitzen-van Der Sluijs, A. et al. Expanding Distribution of Lethal Amphibian Fungus Batrachochytrium salamandrivorans in Europe. Emerg. Infect. Dis. 22, 1286–1288 (2016).
9. Martel, A. et al. Integral chain management of wildlife diseases. Conserv. Lett. 13, e12707 (2020).
10. Gray, M. J. et al. Broad host susceptibility of North American amphibian species to Batrachochytrium salamandrivorans suggests high invasion potential and biodiversity risk. Nat. Commun. 14, 3270 (2023).
11. Gray, M. J. et al. Batrachochytrium salamandrivorans: The North American Response and a Call for Action. PLOS Pathog. 11, e1005251 (2015).
12. Chen, G. et al. OCCURRENCE OF PATHOGENIC CHYTRID FUNGI BATRACHOCHYTRIUM SALAMANDRIVORANS AND BATRACHOCHYTRIUM DENDROBATIDIS IN THE HONG KONG NEWT (PARAMESOTRITON HONGKONGENSIS) AND OTHER WILD AND IMPORTED AMPHIBIANS IN A SUBTROPICAL ASIAN REGION. J. Wildl. Dis. 59, (2023). 63
13. Laking, A. E., Ngo, H. N., Pasmans, F., Martel, A. & Nguyen, T. T. Batrachochytrium salamandrivorans is the predominant chytrid fungus in Vietnamese salamanders. Sci. Rep. 7, 44443 (2017).
14. Castro Monzon, F., Rödel, M.-O., Ruland, F., Parra-Olea, G. & Jeschke, J. M. Batrachochytrium salamandrivorans’ Amphibian Host Species and Invasion Range. EcoHealth 19, 475–486 (2022).
15. Stegen, G. et al. Drivers of salamander extirpation mediated by Batrachochytrium salamandrivorans. Nature 544, 353–356 (2017).
16. Ossiboff, R. J. et al. Differentiating Batrachochytrium dendrobatidis and B. salamandrivorans in Amphibian Chytridiomycosis Using RNAScope®in situ Hybridization. Front. Vet. Sci. 6, 304 (2019).
17. Sheley, W. C. et al. Electrolyte imbalances and dehydration play a key role in Batrachochytrium salamandrivorans chytridiomycosis. Front. Vet. Sci. 9, 1055153 (2023).
18. Bletz, M. C. et al. Disruption of skin microbiota contributes to salamander disease. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 285, 20180758 (2018).
19. Zamudio, K. R., McDonald, C. A. & Belasen, A. M. High Variability in Infection Mechanisms and Host Responses: A Review of Functional Genomic Studies of Amphibian Chytridiomycosis. Herpetologica 76, 189 (2020).
20. James, T. Y. et al. Disentangling host, pathogen, and environmental determinants of a recently emerged wildlife disease: lessons from the first 15 years of amphibian chytridiomycosis research. Ecol. Evol. 5, 4079–4097 (2015).
21. Kelly, M. et al. High phenotypic diversity correlated with genomic variation across the European Batrachochytrium salamandrivorans epizootic. PLOS Pathog. 20, e1012579 (2024).
22. Fisher, M. C. et al. Proteomic and phenotypic profiling of the amphibian pathogen Batrachochytrium dendrobatidis shows that genotype is linked to virulence. Mol. Ecol. 18, 415–429 (2009).
23. Kelly, M. et al. Diversity, multifaceted evolution, and facultative saprotrophism in the European Batrachochytrium salamandrivorans epidemic. Nat. Commun. 12, 6688 (2021).
24. Thomas, V. et al. Mitigating Batrachochytrium salamandrivorans in Europe. Amphib.-Reptil. 40, 265–290 (2019).
25. Blooi, M. et al. Treatment of urodelans based on temperature dependent infection dynamics of Batrachochytrium salamandrivorans. Sci. Rep. 5, 8037 (2015).
26. Bates, K. A. et al. Captivity and Infection by the Fungal Pathogen Batrachochytrium salamandrivorans Perturb the Amphibian Skin Microbiome. Front. Microbiol. 10, 1834 (2019).
27. Bolte, L. et al. Habitat connectivity supports the local abundance of fire salamanders (Salamandra salamandra) but also the spread of Batrachochytrium salamandrivorans. Landsc. Ecol. 38, 1537–1554 (2023).
28. Wang, Y. et al. Epidermal galactose spurs chytrid virulence and predicts amphibian colonization. Nat. Commun. 12, 5788 (2021).
29. Grogan, L. F. et al. Review of the Amphibian Immune Response to Chytridiomycosis, and Future Directions. Front. Immunol. 9, 2536 (2018).
30. Beukema, W. et al. Microclimate limits thermal behaviour favourable to disease control in a nocturnal amphibian. Ecol. Lett. 24, 27–37 (2021).
31. Naranjo‐Ortiz, M. A. & Gabaldón, T. Fungal evolution: cellular, genomic and metabolic complexity. Biol. Rev. 95, 1198–1232 (2020).
32. Gleason, F. H., Kagami, M., Lefevre, E. & Sime-Ngando, T. The ecology of chytrids in aquatic ecosystems: roles in food web dynamics. Fungal Biol. Rev. 22, 17–25 (2008).
33. Ruiz, V. L. & Robert, J. The amphibian immune system. Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Sci. 378, 20220123 (2023).
34. Smith, H. K. et al. Skin mucosome activity as an indicator of Batrachochytrium salamandrivorans susceptibility in salamanders. PLOS ONE 13, e0199295 (2018).
35. Farrer, R. A. et al. Genomic innovations linked to infection strategies across emerging pathogenic chytrid fungi. Nat. Commun. 8, 14742 (2017).
36. McDonald, C. A., Longo, A. V., Lips, K. R. & Zamudio, K. R. Incapacitating effects of fungal coinfection in a novel pathogen system. Mol. Ecol. 29, 3173–3186 (2020).
37. Prostak, S. M., Robinson, K. A., Titus, M. A. & Fritz-Laylin, L. K. The actin networks of chytrid fungi reveal evolutionary loss of cytoskeletal complexity in the fungal kingdom. Curr. Biol. 31, 1192-1205.e6 (2021).
38. Carter, E. D., DeMarchi, J. A., Wilber, M. Q., Miller, D. L. & Gray, M. J. Batrachochytrium salamandrivorans is necronotic: carcasses could play a role in Bsal transmission. Front. Amphib. Reptile Sci. 2, 1284608 (2024).
39. Carter, E. D. et al. Conservation risk of Batrachochytrium salamandrivorans to endemic lungless salamanders. Conserv. Lett. 13, e12675 (2020).
40. Auliya, M. et al. The global amphibian trade flows through Europe: the need for enforcing and improving legislation. Biodivers. Conserv. 25, 2581–2595 (2016).
41. List of Salamander Species Designated as Injurious effective on January 12, 2016. U.S. Fish & Wildlife Service https://www.fws.gov/page/list-of-salamanders-designated-as-injurious.&n…;
42. Nguyen, T. T., Nguyen, T. V., Ziegler, T., Pasmans, F. & Martel, A. Trade in wild anurans vectors the urodelan pathogen Batrachochytrium salamandrivorans into Europe. Amphib.-Reptil. 38, 554–556 (2017).
43. Connelly, P. J., Ross, N., Stringham, O. C. & Eskew, E. A. United States amphibian imports pose a disease risk to salamanders despite Lacey Act regulations. Commun. Earth Environ. 4, 351 (2023).
44. Máximo, I. M., Reuber A., B., Ruggeri, J. & Toledo, L. F. Amphibian Illegal Pet Trade and a Possible New Case of an Invasive Exotic Species in Brazil. Herpetol. Conserv. Biol. 16, 303–312 (2021).
45. Fitzpatrick, L. D., Pasmans, F., Martel, A. & Cunningham, A. A. Epidemiological tracing of Batrachochytrium salamandrivorans identifies widespread infection and associated mortalities in private amphibian collections. Sci. Rep. 8, 13845 (2018).
46. Marquis, O., Miaud, C., Gibault, C. & Chai, N. A first screening of chytrid fungus Batrachochytrium in amphibians in French zoos. Int. Zoo Yearb. 53, 217–226 (2019).
47. Klocke, B. et al. Batrachochytrium salamandrivorans not detected in U.S. survey of pet salamanders. Sci. Rep. 7, 13132 (2017).
48. Pasmans, F. et al. Future of keeping pet reptiles and amphibians: towards integrating animal welfare, human health and environmental sustainability. Vet. Rec. 181, 450–450 (2017).
49. Canessa, S. et al. Decision‐making for mitigating wildlife diseases: From theory to practice for an emerging fungal pathogen of amphibians. J. Appl. Ecol. 55, 1987–1996 (2018).
50. Spitzen - Van Der Sluijs, A. et al. Post-epizootic salamander persistence in a disease-free refugium suggests poor dispersal ability of Batrachochytrium salamandrivorans. Sci. Rep. 8, 3800 (2018). 66
51. Greener, M. S. et al. Presence of low virulence chytrid fungi could protect European amphibians from more deadly strains. Nat. Commun. 11, 5393 (2020).
52. Lewis, C. H. R. et al. Conserving Panamanian harlequin frogs by integrating captive-breeding and research programs. Biol. Conserv. 236, 180–187 (2019).
53. Charles, D. On the Origin of Species by Means of Natural Selection. (John Murray, London, 1859).
54. Kutschera, U. & Niklas, KarlJ. The modern theory of biological evolution: an expanded synthesis. Naturwissenschaften 91, (2004).
55. West-Eberhard, M. J. Phenotypic Plasticity and the Origins of Diversity. Annu. Rev. Ecol. Syst. 20, 249 278 (1989).
56. Martens, K. & Schön, I. Parasites, predators and the Red Queen. Trends Ecol. Evol. 15, 392–393 (2000).
57. Woolhouse, M. E. J. & Webster, J. P. In Search of the Red Queen. Parasitol. Today 16, 506–508 (2000).
58. Alberts, B., Lewis, J. & Johnson, A. Molecular Biology of the Cell. (Garland Science, New York, NY).
59. Borukhov, S. & Nudler, E. RNA polymerase: the vehicle of transcription. Trends Microbiol. 16, 126–134 (2008).
60. Wang, Z., Gerstein, M. & Snyder, M. RNA-Seq: a revolutionary tool for transcriptomics. Nat. Rev. Genet. 10, 57–63 (2009).
61. Lowe, R., Shirley, N., Bleackley, M., Dolan, S. & Shafee, T. Transcriptomics technologies. PLOS Comput. Biol. 13, e1005457 (2017).
62. Tian, L., Chen, F. & Macosko, E. Z. The expanding vistas of spatial transcriptomics. Nat. Biotechnol. 41, 773–782 (2023).
63. Westermann, A. J., Gorski, S. A. & Vogel, J. Dual RNA-seq of pathogen and host. Nat. Rev. Microbiol. 10, 618–630 (2012).
64. Brady, S. M., Long, T. A. & Benfey, P. N. Unraveling the Dynamic Transcriptome. Plant Cell 18, 2101 2111 (2006).
65. Sanchez, E. et al. Morphological and transcriptomic analyses reveal three discrete primary stages of postembryonic development in the common fire salamander, Salamandra salamandra. J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev. Evol. 330, 96–108 (2018).
66. Vaziri, G. J., Reid, N. M., Rittenhouse, T. A. G. & Bolnick, D. I. Winter break? The effect of overwintering on immune gene expression in wood frogs. Comp. Biochem. Physiol. Part D Genomics Proteomics 52, 101296 (2024).
67. Savage, A. E., Gratwicke, B., Hope, K., Bronikowski, E. & Fleischer, R. C. Sustained immune activation is associated with susceptibility to the amphibian chytrid fungus. Mol. Ecol. 29, 2889–2903 (2020).
68. Chang, L. et al. Adaptive Divergence and Functional Convergence: The Evolution of Pulmonary Gene Expression in Amphibians of the Qingzang Plateau. Mol. Ecol. 34, e17663 (2025).
69. Hrdlickova, R., Toloue, M. & Tian, B. RNA-Seq methods for transcriptome analysis. WIREs 8, e1364 (2016).
70. Haas, B. J. et al. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-seq using the Trinity platform for reference generation and analysis. Nat. Protoc. 8, 1494–1512 (2013).
71. Conesa, A. et al. A survey of best practices for RNA-seq data analysis. Genome Biol. 17, 13 (2016).
72. Raghavan, V., Kraft, L., Mesny, F. & Rigerte, L. A simple guide to de novo transcriptome assembly and annotation. Brief. Bioinform. 23, bbab563 (2022).
73. Chen, Y., McCarthy, D., Baldoni, P., Robinson, M. & Smyth, G. edgeR: differential analysis of sequence read count data User’s Guide.
74. Liu, S. et al. Three Differential Expression Analysis Methods for RNA Sequencing: limma, EdgeR, DESeq2. J. Vis. Exp. 62528 (2021) doi:10.3791/62528-v.
75. Love, M. I., Huber, W. & Anders, S. Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biol. 15, 550 (2014).
76. Zhang, Z. H. et al. A Comparative Study of Techniques for Differential Expression Analysis on RNA Seq Data. PLoS ONE 9, e103207 (2014).
77. Li, D. et al. An evaluation of RNA-seq differential analysis methods. PLOS ONE 17, e0264246 (2022).
78. Varet, H., Brillet-Guéguen, L., Coppée, J.-Y. & Dillies, M.-A. SARTools: A DESeq2- and EdgeR-Based R Pipeline for Comprehensive Differential Analysis of RNA-Seq Data. PLOS ONE 11, e0157022 (2016).
79. Anoop, K., Simon, A. & Kumar. Salamanders in Regeneration Research. (Springer Science+ Business Media, New York, NY, 2015).
80. Blooi, M. et al. Duplex Real-Time PCR for Rapid Simultaneous Detection of Batrachochytrium dendrobatidis and Batrachochytrium salamandrivorans in Amphibian Samples. J. Clin. Microbiol. 51, 4173–4177 (2013).
81. Grabherr, M. G. et al. Full-length transcriptome assembly from RNA-Seq data without a reference genome. Nat. Biotechnol. 29, 644–652 (2011).
82. Hart, A. J., Ginzburg, S., Xu, M. (sam), Fisher, C. R. & Rahmatpour, N. EnTAP: Bringing faster and smarter functional annotation to non-model eukaryotic transcriptomes. Mol. Ecol. Resour. 20, 591–604 (2019).
83. Huerta-Cepas, J. et al. eggNOG 5.0: a hierarchical, functionally and phylogenetically annotated orthology resource based on 5090 organisms and 2502 viruses. Nucleic Acids Res. 47, D309–D314 (2019).
84. Patro, R., Duggal, G., Love, M. I., Irizarry, R. A. & Kingsford, C. Salmon provides fast and bias-aware quantification of transcript expression. Nat. Methods 14, 417–419 (2017).
85. Seneson, C., Love, M. I. & Robinson, M. D. Differential analyses for RNA-seq: transcript-level estimates improve gene-level inferences [version 2; peer review: 2 approved]. F1000Research 4, (2016).
86. Gutiérrez-Rodríguez, J., Barbosa, A. M. & Martínez-Solano, Í. Integrative inference of population history in the Ibero-Maghrebian endemic Pleurodeles waltl (Salamandridae). Mol. Phylogenet. Evol. 112, 122–137 (2017).
87. Cheon, S., Zhang, J. & Park, C. Is Phylotranscriptomics as Reliable as Phylogenomics? Mol. Biol. Evol. 37, 3672–3683 (2020).
88. Bi, K. et al. Transcriptome-based exon capture enables highly cost-effective comparative genomic data collection at moderate evolutionary scales. BMC Genomics 13, 403 (2012).
89. Lyra, M. L. et al. Initial Phylotranscriptomic Confirmation of Homoplastic Evolution of the Conspicuous Coloration and Bufoniform Morphology of Pumpkin-Toadlets in the Genus Brachycephalus. Toxins 13, 816 (2021).
90. Silla, A. J., Kouba, A. J. & Heatwole, H. Reproductive Technologies and Biobanking for the Conservation of Amphibians. (CSIRO PUBLISHING).
91. Salvador, A. Gallipato – Pleurodeles waltl Michahelles, 1830. (2014).
92. Kuntz, S., Chardard, D., Chesnel, A., Grillier-Vuissoz, I. & Flament, S. Steroids, aromatase and sex differentiation of the newt Pleurodeles waltl. Cytogenet. Genome Res. 101, 283–288 (2003).
93. Monroig, Ó. et al. Evolutionary functional elaboration of the Elovl2/5 gene family in chordates. Sci. Rep. 6, 20510 (2016).
94. González-Bengtsson, A., Asadi, A., Gao, H., Dahlman-Wright, K. & Jacobsson, A. Estrogen Enhances the Expression of the Polyunsaturated Fatty Acid Elongase Elovl2 via ERα in Breast Cancer Cells. PLOS ONE 11, e0164241 (2016).
95. Kispert, A. & Herrmann, B. G. The Brachyury gene encodes a novel DNA binding protein. EMBO J. 12, 3211–3220 (1993).
96. Papaioannou, V. E. The T-box gene family: emerging roles in development, stem cells and cancer. Development 141, 3819–3833 (2014).
97. Hu, Q., Meng, Y., Wang, D., Tian, H. & Xiao, H. Characterization and function of the T-box 1 gene in Chinese giant salamander Andrias davidianus. Genomics 111, 1351–1359 (2019).
98. Dufresnes, C. & Crochet, P.-A. Sex chromosomes as supergenes of speciation: why amphibians defy the rules? Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Sci. 377, 20210202 (2022).
99. Uno, Y. & Matsubara, K. Unleashing diversity through flexibility: The evolutionary journey of sex chromosomes in amphibians and reptiles. J. Exp. Zool. Part Ecol. Integr. Physiol. 341, 230–241 (2024).
100. Eggert, C. Sex determination: the amphibian models. Reprod. Nutr. Dev. 44, 539–549 (2004).
101. Akçakaya, H. R. et al. Assessing the extinction risks of amphibians impacted by infectious diseases. Biol. Conserv. 284, 110205 (2023).
102. Ellison, A., Zamudio, K., lips, K. & Muletz-Wolz, C. Temperature-mediated shifts in salamander transcriptomic responses to the amphibian-killing fungus. Mol. Ecol. 29, 325–343 (2020).
103. Eskew, E. A. et al. Gene expression differs in susceptible and resistant amphibians exposed to Batrachochytrium dendrobatidis. R. Soc. Open Sci. 5, 170910 (2018).
104. Ellison, A. R. et al. More than Skin Deep: Functional Genomic Basis for Resistance to Amphibian Chytridiomycosis. Genome Biol. Evol. 7, 286–298 (2015).
105. Towe, A. E. et al. Batrachochytrium salamandrivorans can Devour more than Salamanders. J. Wildl. Dis. 57, (2021).
106. Jacob, J. T., Coulombe, P. A., Kwan, R. & Omary, M. B. Types I and II Keratin Intermediate Filaments. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 10, a018275 (2018).
107. Suzuki, K. T. et al. Clustered Xenopus keratin genes: A genomic, transcriptomic, and proteomic analysis. Dev. Biol. 426, 384–392 (2017).
108. Zimek, A. & Weber, K. Terrestrial vertebrates have two keratin gene clusters; striking differences in teleost fish. Eur. J. Cell Biol. 84, 623–635 (2005).
109. Langbein, L. et al. Localisation of keratin K78 in the basal layer and first suprabasal layers of stratified epithelia completes expression catalogue of type II keratins and provides new insights into sequential keratin expression. Cell Tissue Res. 363, 735–750 (2016).
110. Vandebergh, W. & Bossuyt, F. Radiation and Functional Diversification of Alpha Keratins during Early Vertebrate Evolution. Mol. Biol. Evol. 29, 995–1004 (2012).
111. Sun, J. et al. Proteomic analysis of the skin from Chinese fire-bellied newt and comparison to Chinese giant salamander. Comp. Biochem. Physiol. Part D Genomics Proteomics 19, 71–77 (2016).
112. Geng, X. et al. Proteomic analysis of the skin of Chinese giant salamander (Andrias davidianus). J. Proteomics 119, 196–208 (2015).
113. Denver, R. J., Bonett, R. M. & Boorse, G. C. Evolution of Leptin Structure and Function. Neuroendocrinology 94, 21–38 (2011).
114. Boswell, T. et al. Identification of a non-mammalian leptin-like gene: Characterization and expression in the tiger salamander (Ambystoma tigrinum). Gen. Comp. Endocrinol. 146, 157–166 (2006).
115. Procaccini, C. et al. Leptin as immune mediator: Interaction between neuroendocrine and immune system. Dev. Comp. Immunol. 66, 120–129 (2017).
116. Francisco, V. et al. Obesity, Fat Mass and Immune System: Role for Leptin. Front. Physiol. 9, 640 (2018).
117. Cava, A. L. & Matarese, G. The weight of leptin in immunity. Nat. Rev. Immunol. 4, 371–379 (2004).
118. Bernotiene, E., Palmer, G. & Gabay, C. The role of leptin in innate and adaptive immune responses. Arthritis Res. Ther. 8, 217 (2006).
119. Luqman-Fatah, A. et al. The interferon stimulated gene-encoded protein HELZ2 inhibits human LINE-1 retrotransposition and LINE-1 RNA-mediated type I interferon induction. Nat. Commun. 14, 203 (2023).
120. Secombes, C. J. Evolution of Interferons and Interferon Receptors. Front. Immunol. 8, (2017).
121. Gan, Z. Molecular and functional characterization of interferon regulatory factor 1 (IRF1) in amphibian Xenopus tropicalis. Int. J. Biol. Macromol. 167, 719–725 (2021).
122. Baldwin, E. T. et al. Structures, functions and adaptations of the human LINE-1 ORF2 protein. Nature 626, 194–206 (2024).
123. Feng, H., Zhang, Y.-B., Gui, J.-F., Lemon, S. M. & Yamane, D. Interferon regulatory factor 1 (IRF1) and anti-pathogen innate immune responses. PLOS Pathog. 17, (2021).
124. Stein, M. F. et al. Multiple Interferon Regulatory Factor and NF-κB Sites Cooperate in Mediating Cell-Type- and Maturation-Specific Activation of the Human CD83 Promoter in Dendritic Cells. Mol. Cell. Biol. 33, 1331–1344 (2013).
125. Grosche, L. et al. The CD83 Molecule – An Important Immune Checkpoint. Front. Immunol. 11, (2020).
126. Maia Falcão, R. et al. The Expression of the Immunoproteasome Subunit PSMB9 Is Related to Distinct Molecular Subtypes of Uterine Leiomyosarcoma. Cancers 14, 5007 (2022).
127. Ritchie, M. E. et al. limma powers differential expression analyses for RNA-sequencing and microarray studies. Nucleic Acids Res. 43, e47–e47 (2015).
