Wat als jouw diagnose afhangt van een bruine kleur onder de microscoop?
Een correcte en tijdige kleuring van lichaamsweefsel onder de microscoop kan het verschil maken tussen leven en dood. Dankzij het onderzoek van Alyssia Lespes, studente Biomedische Laboratoriumtechnologie aan de Erasmushogeschool Brussel, zijn twee veelgebruikte testen voor het opsporen van kanker nu een stuk betrouwbaarder.
Wanneer een arts een stukje lichaamsweefsel laat wegnemen (een zogeheten biopt) om te onderzoeken of er sprake is van kanker, rekenen zowel arts als patiënt op een snelle en juiste diagnose. Wat de meeste mensen niet beseffen, is dat die diagnose mede afhangt van de manier waarop het weefsel wordt gekleurd in het labo. Die kleuring moet precies goed zijn: niet te zwak, niet te vaag, en alleen op de juiste cellen in het weefsel. Want als die bruine kleur ontbreekt of op de verkeerde plaats zit, valt de hele test in duigen.
Wat heb je aan een test als die onduidelijk is?
In het laboratorium worden antilichamen gebruikt om bepaalde eiwitten in tumoren zichtbaar te maken. Deze worden aangekleurd met een bruine kleurstof. Wanneer de kleuring echter niet sterk genoeg is of op de verkeerde plaats verschijnt, kan de patholoog niets waarnemen en is een diagnose onmogelijk. Veel laboratoria werken met standaardantilichamen die kant-en-klaar verkrijgbaar zijn. Die worden meestal geleverd met algemene handleidingen, maar die sluiten niet altijd goed aan bij elk toestel of elk type weefsel.
“Je moet dus zelf experimenteren,” zegt Alyssia. “Testen, aanpassen en opnieuw proberen, tot je een handleiding hebt dat betrouwbaar werkt.”
Voor haar bachelorproef ging Alyssia aan de slag met twee belangrijke antilichamen: HHV8, een virus dat onder meer Kaposi’s sarcoom (vorm van huidkanker) veroorzaakt bij mensen met een verzwakt immuunsysteem, en BAP1, een eiwit dat normaal beschermt tegen tumoren, maar dat bij bepaalde kankers ontbreekt. Beide worden opgespoord via immunohistochemie (IHC), een techniek die eiwitten zichtbaar maakt in fijn gesneden plakjes weefsel. Het labo van het Ziekenhuis Oost-Limburg (ZOL) in Genk beschikte over een automatisch kleuringstoestel (de Dako Omnis), maar had nog geen goed werkende handleidingen voor deze twee antilichamen.
Experimenteren met tijd en temperatuur
Alyssia onderzocht twintig weefselstalen per antilichaam (tien positieve en tien negatieve stalen) en paste verschillende zaken aan: de tijd dat het weefsel in contact bleef met het antilichaam, de temperatuur en de gebruikte vloeistoffen. Soms ging het om kleine aanpassingen van slechts enkele minuten, maar die hadden een groot effect. Een te korte blootstelling aan het antilichaam leidde bijvoorbeeld tot minimale zichtbare kleuring, waardoor een tumor mogelijk onopgemerkt blijft. Dankzij die nauwgezette aanpak ontwikkelde ze voor beide antilichamen een betrouwbare en herhaalbare handleiding dat ook door anderen kan worden toegepast.
Van blauw tot bruin: wat de kleuring ons vertelt
In Figuur 1 en 2 worden kort twee voorbeelden getoond van weefsels die op een Dako Omnis-toestel gekleurd zijn met een zelf aangepaste handleiding.
De bruine aankleuring in Figuur 1 toont aan dat HHV8 aanwezig is in het weefsel. Dit positieve staal laat een duidelijke bruine aankleuring zien in de kernen van de geïnfecteerde cellen, terwijl de niet-geïnfecteerde cellen blauw aankleuren. Dit toont aan dat de opgestelde handleiding correct werkt op het Dako Omnis-toestel en daarom werd goedgekeurd voor verder gebruik.
Figuur 1. Microscopisch beeld van de IHC-kleuring voor HHV8 op weefsel van de enkel met Kaposi sarcoma. Beelden gescand met Pannoramic-250 (3DHISTECH) op vergroting 10X en Schaal 0,200mm.
Voor BAP1 werd een tegengesteld resultaat verwacht dan HHV8. Het verlies van BAP1 in weefsel wijst namelijk op mesothelioom, een vorm van kanker. In Figuur 2 is dit verlies duidelijk zichtbaar: de kernen van de tumorcellen vertonen geen of slechts minimale bruine aankleuring. Gezond weefsel daarentegen zou wel veel BAP1 bevatten en daardoor sterk bruin aankleuren. Ook hier liet de handleiding op het Dako Omnis zijn betrouwbaarheid zien en werd het goedgekeurd voor verder gebruik.
Figuur 2. Microscopisch beeld van de IHC-kleuring voor BAP1 op weefsel van het longvlies. Beelden gescand met Pannoramic-250 (3DHISTECH) op vergroting 10X en Schaal 0,200mm.
De resultaten, na gebruik van beide handleidingen, werden beoordeeld door artsen die gespecialiseerd zijn in weefsels (pathologen). Zij gaven de kleuringen een score van 9 tot 11 op 11. Deze score lag binnen de aanvaardbare grens voor gebruik bij diagnoses, waardoor de handleidingen goedgekeurd werden voor gebruik in de dagelijkse praktijk.
Waarom het ertoe doet
Wat op het eerste gezicht technisch en abstract lijkt, raakt in de praktijk aan de kern van goede zorg. Als een kleuring niet klopt, kan een diagnose fout zijn, en dat bepaalt hoe een patiënt wordt behandeld.
“Weten dat mijn werk helpt om fouten te vermijden en levens te verbeteren, geeft enorm veel voldoening. Ik ben trots dat mijn bijdrage nu echt een verschil maakt in de praktijk.”
Daarnaast zorgen betrouwbare handleidingen ook voor meer efficiëntie. Laboranten kunnen sneller werken en pathologen kunnen met meer vertrouwen een diagnose stellen. In tijden van personeelstekort en hoge werkdruk is dat geen overbodige luxe.
Meer dan een studentenproject
Wat deze bachelorproef bijzonder maakt, is dat ze niet op een plank verdwijnt. De handleidingen die Alyssia ontwikkelde worden effectief toegepast in het ZOL.
Ook haar begeleiders in het laboratorium zijn enthousiast. De samenwerking tussen onderwijs en ziekenhuis sloeg duidelijk aan.
“Ik heb geleerd dat kleine details in het labo enorme gevolgen kunnen hebben voor de patiënt. En dat studenten, ook zonder jaren ervaring, wel impact kunnen hebben op hun eigen leerproces, maar ook op de zorg.”
Met haar werk bewijst Alyssia dat wetenschap niet altijd groots en spectaculair moet zijn om betekenisvol te zijn. Soms begint betere zorg gewoon met... een bruine vlek op de juiste plek.
Bibliografie
Agilent Technologies. (z.d.). Dako Omnis brochure. Geraadpleegd op 21 februari 2025, https://www.agilent.com/cs/library/brochures/29070_dako_omnis_brochure.pdf
Agilent Technologies. (z.d.). Dako Omnis. Geraadpleegd op 21 februari 2025, https://www.agilent.com/en/product/dako-omnis-solution-for-ihc-ish/dako-omnis/dako-omnis-75902
Agilent Technologies. (2023). Dako Omnis Basic User Guide (Versie 24). Agilent Technologies.
Bio SB. (z.d.). BAP1 (BSB-109), MMab. Geraadpleegd op 26 januari 2025, https://www.biosb.com/biosb-products/bap1-antibody-mmab-bsb-109/
Boffetta, P., Righi, L., Ciocan, C., Pelucchi, C., La Vecchia, C., Romano, C., Papotti, M., & Pira, E. (2019).Validation of the diagnosis of mesothelioma and BAP1 protein expression in a cohort of asbestos textile workers from Northern Italy. Annals of Oncology, 30(11), 1844. https://doi.org/10.1093/annonc/mdz217
Bordeaux, J., Welsh, A., Agarwal, S., Killiam, E., Baquero, M., Hanna, J., Anagnostou, V., & Rimm, D. (2010).Antibody validation. BioTechniques, 48(3), 197–209. https://doi.org/10.2144/000113382
Buhle, A. C., Phillips, M. A., Hijazi, Y. M., Wiid, M., & Grider, D. J. (2022). Kaposi sarcoma: What to do with a negative human herpesvirus 8 immunohistochemical stain? Journal of Cutaneous Pathology, 49(5), 460–462. https://doi.org/10.1111/cup.14180
Chapel, D. B., Schulte, J. J., Husain, A. N., Krausz, T., & Dacic, S. (2021). The Diagnostic and Predictive Use of BAP1 in Malignant Mesothelioma. Archives of Pathology & Laboratory Medicine, 145(3), 326–336. https://doi.org/10.5858/arpa.2020-0153-RA
Chapel, D. B., Hornick, J. L., Barlow, J., Bueno, R., & Sholl, L. M. (2022). Clinical and molecular validation of BAP1, MTAP, P53, and Merlin immunohistochemistry in diagnosis of pleural mesothelioma. Modern Pathology, 35(10), 1383–1397. https://doi.org/10.1038/s41379-022-01081-z
Cheuk, W., Wong, K. O., Wong, C. S., Dinkel, J. E., Ben-Dor, D., & Chan, J. K. (2004). Immunostaining for human herpesvirus 8 latent nuclear antigen-1 helps distinguish Kaposi sarcoma from its mimickers. American Journal of Clinical Pathology, 121(3), 335–342. https://doi.org/10.1309/B8TC-0LBV-H8XY-5MFV
Cigognetti, M., Lonardi, S., Fisogni, S., Balzarini, P., Pellegrini, V., Tironi, A., Bercich, L., Bugatti, M., Rossi, G., Murer, B., Barbareschi, M., Giuliani, S., Cavazza, A., Marchetti, G., Vermi, W., & Facchetti, F. (2015). BAP1 (BRCA1-associated protein 1) is a highly specific marker for differentiating mesothelioma from reactive mesothelial proliferations. Modern Pathology, 28(8), 1043–1057. https://doi.org/10.1038/modpathol.2015.65
Dupin, N., Diss, T. C., Kellam, P., Tulliez, M., Du, M. Q., Sicard, D., … & Boshoff, C. (1999). Immunohistochemical detection of human herpesvirus 8 latent nuclear antigen 1 in Kaposi’s sarcoma and in multicentric Castleman’s disease. The American Journal of Pathology, 155(3), 823–829. https://doi.org/10.1016/S0002-9440(10)65180-7
Ensoli, B., Barillari, G., & Stürzl, M. (1999). Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus (KSHV/HHV-8): epidemiology, virology, and pathogenesis. Journal of Clinical Virology, 14(2), 119–135. https://doi.org/10.1016/S1386-6532(99)00022-0
Ensoli, B., Stürzl, M., & Monini, P. (2001). Reactivation and role of HHV-8 in Kaposi's sarcoma initiation. Advances in Cancer Research, 81, 161–200. https://doi.org/10.1016/s0065-230x(01)81005-8
Gessain, A., & Duprez, R. (2005). Spindle cells and their role in Kaposi's sarcoma. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 37(12), 2457–2465. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2005.01.018
Hong, A., Davies, S., & Lee, C. S. (2003). Immunohistochemical detection of the human herpes virus 8 (HHV8) latent nuclear antigen-1 in Kaposi's sarcoma. Pathology, 35(5), 448–450. https://doi.org/10.1080/00313020310001602657
Hussaini, H. M., Seo, B., & Rich, A. M. (2023). Immunohistochemistry and Immunofluorescence. Methods in Molecular Biology, 2588, 439–450. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-2780-8_26
Jary, A., Veyri, M., Gothland, A., Leducq, V., Calvez, V., & Marcelin, A.-G. (2021). Kaposi’s Sarcoma-Associated Herpesvirus, the Etiological Agent of All Epidemiological Forms of Kaposi’s Sarcoma. Cancers, 13(24), 6208. https://doi.org/10.3390/cancers13246208
Keller, B. A., & Purgina, B. (2023, mei 27). Kaposi-sarcoom. MyPathologyReport.ca. Geraadpleegd op 21 maart 2025, https://www.mypathologyreport.ca/nl/diagnosis-library/kaposi-sarcoma/#:~:text=Wat%20is%20Kaposi%2Dsarcoom%3F,meer%20dan%20één%20tumor%20heeft
Leong, A. S. (2004). Quantitation in immunohistology: fact or fiction? A discussion of variables that influence results. Applied Immunohistochemistry & Molecular Morphology, 12(1), 1–7. https://doi.org/10.1097/00129039-200403000-00001
My Pathology Report. (2023, oktober 23). Spindelcellen. Geraadpleegd op 21 maart 2025, https://www.mypathologyreport.ca/nl/pathology-dictionary/spindle-cells/
National Center for Biotechnology Information. (z.d.). Human Herpesvirus 8 (HHV-8). In Bookshelf. Geraadpleegd op 21 maart 2025, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK556023/
NordiQC. (z.d.). BAP1. Geraadpleegd op 5 februari 2025, https://www.nordiqc.org/epitope.php?id=116
Patel, R. M., Goldblum, J. R., & Hsi, E. D. (2004). Immunohistochemical detection of human herpes virus-8 latent nuclear antigen-1 is useful in the diagnosis of Kaposi sarcoma. Modern Pathology, 17(4), 456–460. https://doi.org/10.1038/modpathol.3800061
Pernick, N. (2013). HHV8/KSHV. PathologyOutlines. Geraadpleegd op 28 januari 2025, https://www.pathologyoutlines.com/topic/stainshhv8.html
Ramos-Vara, J. A. (2005). Technical aspects of immunohistochemistry. Veterinary Pathology, 42(4), 405–426. https://doi.org/10.1354/vp.42-4-405
Rao, S. S. (1972). Antigenicity. Indian Journal of Ophthalmology, 20(2), 42–44.
Rockland Immunochemicals. (z.d.). Immunohistochemistry Technique. Geraadpleegd op 15 februari 2025, https://www.rockland.com/resources/immunohistochemistry-technique/
Shi, S. R., Liu, C., & Taylor, C. R. (2007). Standardization of immunohistochemistry for formalin-fixed, paraffin-embedded tissue sections based on the antigen-retrieval technique: From experiments to hypothesis. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry, 55(2), 105–109. https://doi.org/10.1369/jhc.6P7080.2006
Siddiqui, F., Al Ameer, M. A., Al-Khalaf, J., Al-Marzooq, Y., & Al Ameer, A. (2023). Human Herpesvirus 8 (HHV-8) Staining: A Savior in Early Kaposi Sarcoma. Cureus, 15(3), e36486. https://doi.org/10.7759/cureus.36486
Stålhammar, G. (2020). BAP1. PathologyOutlines. Geraadpleegd op 26 januari 2025, https://www.pathologyoutlines.com/topic/stainsbap1.html
Taylor, C. R., Shi, S., Barr, N., & Wu, N. (2006). Chapter 1 - Techniques of immunohistochemistry: Principles, pitfalls, and standardization. In D. Dabbs (Ed.), Diagnostic Immunohistochemistry (2nd ed., pp. 1–42). Elsevier Inc. https://doi.org/10.1016/B978-0-443-06652-8.50007-7
ThermoFisher. (z.d.). HHV-8 Antibodies. Geraadpleegd op 23 januari 2025, https://www.thermofisher.com/antibody/primary/target/hhv-8
Verbeke, H. (2022). Praktijkrichtlijn voor het opzetten van een kwaliteitssysteem in de erkende laboratoria voor pathologische anatomie werkzaam binnen het kader van het Erkenningsbesluit. Sciensano. https://www.sciensano.be/en/biblio/praktijkrichtlijn-voor-het-opzetten-van-een-kwaliteitssysteem-de-erkende-laboratoria-voor-0
Wen, K. W., Wang, L., Menke, J. R., & Damania, B. (2022). Cancers associated with human gammaherpesviruses. The FEBS Journal, 289(24), 7631–7669. https://doi.org/10.1111/febs.16206
Zavitsanou, A., Malliori, M., Sypsa, V., Petrodaskalaki, M., Psichogiou, M., Rokka, C., Giannopoulos, A., Kalapothaki, V., Whitby, D., & Hatzakis, A. (2010). Seroepidemiology of human herpesvirus 8 (HHV-8) infection in injecting drug users. Epidemiology and Infection, 138(3), 403–408. https://doi.org/10.1017/S0950268809990628
Voor taalcorrectie en het herformuleren van bepaalde passages werd ChatGPT (GPT-4, OpenAI) gebruikt als hulpmiddel. De uiteindelijke inhoudelijke verantwoordelijkheid ligt volledig bij de auteur.
